ARCHIVÉ - Lignes directrices pour la prévention et le contrôle des éclosions d’oreillons au Canada

Annexe 4

Lignes directrices pour le diagnostic en laboratoire des oreillons

1.0 Introduction

Ces lignes directrices à l’intention des laboratoires visent à fournir des renseignements sur le prélèvement, le transport, l’analyse en laboratoire des échantillons de cas suspects d’oreillons et sur l’interprétation des résultats d’analyses. On trouvera une description complète du diagnostic des oreillons dans le Manual of Clinical Microbiology⁽¹⁾. Les renseignements que nous présentons ici s’inspirent des expériences récentes de diagnostic des oreillons au Canada et aux É.-U.

2.0 Résumé

• L’amplification par la polymérase après une transcription inverse (RT-PCR) est une méthode fiable pour le diagnostic de certitude d’une infection aiguë par le virus des oreillons, mais sa sensibilité peut être influencée par les facteurs suivants :
• moment du prélèvement de l’échantillon par rapport à la date d’apparition de la maladie;
• intégrité de l’échantillon (traitement rapide de l’échantillon).
• On procédera de préférence à un écouvillonnage buccal ou à un prélèvement de salive dans la cavité buccale dans les 3 à 5 jours suivant le début de la parotidite ou l’apparition des symptômes est privilégié.
• La détection d’anticorps de la classe des IgM anti-ourliens s’est révélée un piètre prédicteur pour le diagnostic des oreillons aigus dans une population partiellement immunisée (peuvent être détectables chez 30 % seulement des cas aigus).
• Le prélèvement d’un échantillon sérique en phase aiguë et d’un échantillon sérique en phase de convalescence 10 à 14 jours plus tard peut mettre en évidence une séroconversion IgM ou IgG chez les cas ayant obtenu un résultat négatif ou indéterminé à la RT-PCR et à la recherche des anticorps IgM au début de la maladie, ce qui permet de détecter des cas additionnels.
• La RT-PCR et la recherche des anticorps IgM ne sont pas suffisamment fiables pour écarter une infection par le virus des oreillons
• En l’absence d’un autre diagnostic pour la parotidite, les personnes qui présentent des symptômes cliniquement compatibles avec les oreillons (maladie clinique) ET un lien épidémiologique établi avec un cas confirmé en laboratoire devraient être déclarées comme des cas confirmés (cas épidémiologiquement confirmés). De même, celles qui souffrent d’une maladie clinique mais n’ont aucun lien épidémiologique établi devraient être prises en charge (aux fins de la santé publique) comme des cas probables d’oreillons, en particulier durant les périodes où sévit une éclosion.

3.0 Définition de cas d’oreillons pour la surveillance nationale²

a) Cas confirmé
Confirmation en laboratoire de l’infection* en l’absence d’une vaccination récente au moyen du virus ourlien :

• isolement du virus ourlien dans un échantillon clinique approprié

OU

• détection de l’ARN du virus ourlien†

OU

• élévation marquée du titre des IgG anti-ourliens dans le sérum ou séroconversion démontrée par une épreuve sérologique standard

OU

• détection d’anticorps IgM anti-ourliens chez une personne souffrant d’une maladie compatible

OU

• maladie clinique‡ chez une personne qui a un lien épidémiologique avec un cas confirmé en laboratoire

b) Cas probable
Maladie clinique‡ en l’absence d’épreuves de laboratoire appropriées et d’un lien épidémiologique avec un cas confirmé en laboratoire

4.0 Prélèvement d’échantillons

4.1 Pour la détection (RT-PCR) ou l’isolement (culture) du virus

Idéalement, on prélèvera des échantillons buccaux ou de salive par écouvillonnage, notamment autour de la région du canal parotidien à proximité des glandes salivaires gonflées (voir (<http://www.cdc.gov/nip/diseases/mumps/detection_IL.pdf>).

Les échantillons buccaux devraient être prélevés à l’aide d’un écouvillon approuvé pour l’isolement du virus et être placés dans des milieux de transport viral. Les écouvillons peuvent avoir un bout en dacron, en nylon ou en rayonne et être soit floqués ou non floqués. Les écouvillons en alginate de calcium ne sont pas acceptables, car ils inhibent les réactions PCR. Les écouvillons avec charbon de bois ou milieu d’Ames qui sont utilisés pour la recherche de pathogènes bactériens tels que le streptocoque du groupe A ne sont pas acceptables. Les échantillons à tige d’aluminium ou de bois ne sont pas non plus acceptables. Les échantillons oraux devraient être prélevés dans les 5 jours suivant l’apparition des symptômes. Les écouvillons devraient être placés dans des milieux de transport viral (MTV) standard. Ils devraient demeurer dans ces milieux pendant au moins 1 heure pour permettre l’élution du virus.

Échantillon d’urine : Le virus des oreillons est habituellement détecté dans l’urine par culture jusqu’à 14 jours après l’apparition des symptômes. L’expérience acquise lors des éclosions en N.-É. et aux É.-U. montre cependant que le virus ne peut pas être détecté dans l’urine avec la même sensibilité que dans les échantillons oraux. Des données limitées semblent indiquer que le virus peut être décelé dans l’urine un peu plus tard (> 4 jours après le début de la maladie) que dans les échantillons oraux.

Méthode :

1. Un volume minimal de 50 mL d’urine devrait être prélevé dans un contenant stérile.
2. L’urine sera centrifugée à 2500 x g pendant 15 minutes à 4 ^oC.
3. Le sédiment sera remis en suspension dans 2 mL d’urine résiduelle avant le traitement de l’échantillon.

4.2 Sérologie

Le premier échantillon de sérum (phase aiguë) devrait être prélevé le plus tôt possible dès la manifestation des symptômes d’oreillons. Un deuxième échantillon de sérum (phase de convalescence) devrait être idéalement prélevé au moins 10 jours après le premier échantillon.

4.3 Conservation et transport des échantillons

Les échantillons non traités peuvent être expédiés à une température de 4 oC dans les 48 heures suivant leur prélèvement. Si les analyses subséquentes sont retardées, les échantillons traités peuvent être congelés à -70 ˚C et expédiés sur glace sèche. L’urine, les échantillons buccaux ou de salive et le sérum seront transportés comme s’il s’agissait d’échantillons diagnostiques de catégorie B.

5.0 Sérologie

5.1 IgM

Bien que la présence d’anticorps IgM anti-ourliens indique habituellement une infection primaire aiguë par le virus des oreillons, des données récentes révèlent que dans une population partiellement vaccinée (une dose du vaccin contenant le virus des oreillons), la réponse IgM est retardée, voire absente. En outre, lorsque la prévalence des oreillons est faible, la valeur prédictive positive de la recherche des IgM est en conséquence moins bonne, et le risque d’obtenir des résultats faussement positifs est grandement accru. Pour ce qui est des cas sporadiques suspects d’oreillons qui n’ont pas de lien épidémiologique avec un cas confirmé ou qui n’ont pas voyagé dans une zone d’activité connue ou présumée du virus, on devrait se méfier des résultats positifs pour les IgM, qui peuvent être des faux positifs. Dans ces cas sporadiques suspects, la réalisation d’autres épreuves de laboratoire, notamment des tests sérologiques appariés de détection des IgG en phase aiguë/ de convalescence ou la détection du virus des oreillons par RT-PCR, devrait être vivement encouragée pour la confirmation de l’infection et le génotypage subséquent de la souche si l’échantillon est positif à la RT-PCR.

5.2 IgG

La présence d’IgG anti-ourliens indique une exposition récente ou antérieure au virus des oreillons. La séroconversion (positivation d’un résultat négatif) ou une élévation par un facteur de 4 ou plus du titre des anticorps dans l’échantillon de sérum en phase aiguë par rapport à celui en phase de convalescence évoque une infection aiguë. Il faut cependant attendre 10 jours ou plus après le prélèvement du premier échantillon (phase aiguë) avant de recueillir le deuxième échantillon de sérum (phase de convalescence). Lorsqu’on utilise des dosages immunoenzymatiques (EIA) pour la mesure du titre d’IgG, il est important d’effectuer des dosages avec points de fin de titrage plutôt que des analyses avec dilution unique d’un échantillon afin de déterminer de façon concluante si les titres ont augmenté par un facteur de quatre ou plus entre la phase aiguë et la phase de convalescence.

Limites de la sérologie IgG :

• La sérologie ne permet pas de distinguer l’exposition à la souche vaccinale de l’exposition à la souche sauvage des oreillons.

• La détection d’IgG anti-ourliens, par EIA, ne permet pas nécessairement de prédire la présence d’anticorps neutralisants et, partant, l’« immunité ». Inversement, l’absence d’IgG détectables à l’EIA peut traduire une plus faible sensibilité de l’EIA comparativement à un test plus sensible, tel que la réaction de neutralisation, où les IgG peuvent être détectés.

• La détection d’IgG spécifiques des oreillons dans un seul échantillon de sérum n’est d’aucune utilité pour le diagnostic d’une infection ourlienne aiguë.

• L’expérience des éclosions récentes aux É.-U. indique que lorsqu’on soupçonne que des personnes déjà vaccinées ont les oreillons, en particulier celles qui ont reçu deux doses du vaccin contenant le virus ourlien, les valeurs d’absorbance ou le rapport de densité optique à l’EIA des anticorps IgG dirigés contre le virus des oreillons dans le premier échantillon de sérum (phase aiguë) peuvent être assez élevés, et il peut ne pas être possible de démontrer l’élévation par un facteur de quatre ou plus du titre ou du rapport de densité optique. Enfin, la détection de titres appréciables d’anticorps IgG dans le sérum en phase aiguë ne permet pas d’écarter une infection par le virus des oreillons.

Le Laboratoire national de microbiologie peut aider à doser les titres d’IgG anti-ourliens sur demande.

6.0 Détection du virus des oreillons

6.1 Amplification par la polymérase après une transcription inverse (RT-PCR)

Comme nous l’avons mentionné précédemment, les tests de détection des IgM ont une sensibilité limitée; c’est la raison pour laquelle la RT-PCR est la méthode diagnostique principalement utilisée pour la confirmation en laboratoire des cas d’oreillons.

Le virus des oreillons est un virus à ARN; la RT-PCR est donc couramment employée pour sa détection. Vu qu’il n’existe pas de tests commerciaux par RT-PCR pour les oreillons, des tests maison classiques semi-nichés(3) et en temps réel ont été mis au point et validés. Le Laboratoire national de microbiologie emploie la plate-forme PCR en temps réel LightCycler pour la méthode de détection du gène SH au moyen de la sonde Taqman des CDC de même que la méthode en temps réel mise au point par Uchida et coll.(4) basée sur la détection du gène F. Des témoins positifs et négatifs appropriés doivent absolument être inclus dans les analyses RT-PCR pour tenir compte des problèmes d’inhibition, d’extraction et de contamination. Les protocoles et les témoins pour la RT-PCR dans le cas des oreillons sont fournis sur demande par le Laboratoire national de microbiologie.

Bien que la sensibilité analytique de la RT-PCR se situe entre 10 et 100 copies de génome, la sensibilité clinique globale est influencée par des facteurs pré-analytiques (voir la section 3.0 ci-dessus), notamment les facteurs suivants :

• type et qualité d es échantillons;
• moment du prélèvement des échantillons par rapport à l’apparition de la maladie;
• transport rapide des échantillons au laboratoire; traitement rapide des échantillons.
• Il est recommandé que les échantillons pour la détection du virus soient traités dans les 48 heures suivant leur prélèvement. Les retards entraînent une baisse importante de la sensibilité
• conservation adéquate des échantillons;
• congélation-décongélation des échantillons non traités à éviter.

Les cas d’oreillons qui ont déjà été vaccinés peuvent également présenter des difficultés particulières pour la RT-PCR. Dans ces cas, la période d’excrétion du virus est plus courte et les quantités de virus excrétées peuvent être plus petites, ce qui accroît l’incidence de résultats faussement négatifs à la RT-PCR.

6.2 Isolement du virus des oreillons

Le virus des oreillons peut être isolé dans plusieurs lignées cellulaires, dont les cellules primitives de rein de singe, les cellules de rein de nouveau-né humain, les cellules HeLa et Vero. L’effet cytopathogène est habituellement détecté entre 6 et 8 jours après l’inoculation. La RT-PCR est donc une méthode plus rapide pour le diagnostic. Prière de consulter le Manual of Clinical Microbiology⁽¹⁾ pour plus de détails sur les protocoles d’isolement du virus des oreillons.

6.3 Génotypage du virus des oreillons

Le génotypage du virus des oreillons a été standardisé³ , et ces renseignements sont fournis par le Laboratoire national de microbiologie. Ce génotypage est utile aux fins de l’épidémiologie moléculaire, notamment pour distinguer les souches vaccinales des souches sauvages, en particulier si la personne présente des symptômes compatibles aux oreillons dans les 28 jours suivant la vaccination. Le génotypage peut en outre aider à établir des liens entre les cas et entre les éclosions, à retracer les souches importées et à documenter l’élimination d’une souche particulière dans une région donnée.

7.0 Interprétation des résultats de laboratoire

Lors d’une éclosion, un résultat négatif, soit à la RT-PCR ou au dosage des anticorps IgM, ne peut être interprété comme une raison pour écarter une infection ourlienne. En l’absence d’un autre diagnostic pour exclure une infection ourlienne, les personnes souffrant d’oreillons cliniquement compatibles (maladie clinique) ET ayant un lien épidémiologique établi avec un cas confirmé en laboratoire, devraient être considérées comme des cas confirmés (cas cliniques confirmés). De même, les personnes qui présentent une maladie clinique mais n’ont aucun lien épidémiologique établi, devraient être prises en charge (à des fins de santé publique) comme des cas probables d’oreillons, particulièrement durant des périodes où sévit une éclosion.

Pour pouvoir bien interpréter les résultats de laboratoire et évaluer la performance des tests de diagnostic des oreillons, il faut tenir compte des données cliniques et épidémiologiques de même que des données de laboratoire. Comme nous l’avons indiqué ci-dessus, les antécédents de vaccination, les voyages passés et le moment du prélèvement des échantillons par rapport à la date d’apparition de la maladie sont tous des facteurs qui doivent être pris en considération dans l’interprétation des résultats de laboratoire en vue de confirmer les cas d’oreillons. En conséquence, la communication et l’échange d’informations entre les services de santé publique et le laboratoire sont essentiels.

8.0 Tests pour les oreillons au Laboratoire national de microbiologie

On trouvera de l’information sur les tests pour les oreillons effectués au Laboratoire national de microbiologie en consultant le Guide des services en ligne à l’adresse suivante: http://www.nml-lnm.gc.ca/guide/default-fra.asp

9.0 Références

1. Leland DS. 2007. Parainfluenza and mumps viruses. Dans : PR Murray, EJ Baron, JH Jorgensen et al, éds., ML Landry and MA Pfaller (ed.), Manual of clinical microbiology,. 9th ed, Washington, D.C.: ASM Press, 2007. Washington, D.C., USA.
2. Laboratorie de lutte contre la maladie. Définitions de cas des maladies faisant l’objet d’une surveillance nationale. RMTC 2000;26(S3). URL: http://www.phac-aspc.gc.ca/publicat/ccdr-rmtc/00vol26/26s3/index.html.
3. Jin L, B Rima, D Brown et coll. Proposal for genetic characterisation of wild-type mumps strains: Preliminary standardisation of the nomenclature. Arch Virol 2005;150:1903-9.
4. Uchida K, M Shinohara, S Shimada et coll. Rapid and sensitive detection of mumps virus RNA directly from clinical samples by real-time PCR. J Med Virology 2005;75:470-4.

10.0 Collaborateurs/ Remerciements

Graham Tipples, Jennifer Beirnes et Joanne Hiebert (Section des exanthèmes viraux, Laboratoire national de microbiologie, Agence de la santé publique du Canada)

Todd Hatchette, Janice Pettipas (Centre des sciences de la santé QEII, Halifax, Nouvelle-Écosse)

Kevin Fonseca (ProvLab Alberta, Calgary, Alberta)

Martin Petric (CDC de la C.-B., Vancouver, Colombie-Britannique)

Jeannette Macey, Shelley Deeks et Tammy Lipskie (Centre de l’immunisation et des maladies respiratoires infectieuses, Agence de la santé publique du Canada)

William Bellini, Paul Rota et Jennifer Rota (Measles, Mumps, Rubella and Herpes Branch, Centers for Disease Control and Prevention, Atlanta, Georgie, É.-U.)

11.0 Personnes ressources, Agence de la santé publique du Canada

11.1 Laboratoire national de microbiologie

Graham Tipples, PhD, FCCM
Directeur, Services de surveillance et de référence
Chef, Section des exanthèmes viraux
1015, rue Arlington
Winnipeg, MB, Canada R3E 3R2
Téléphone : 204-789-6080
Fax: :204-789-7039
Pagette : 204-935-4712
Courriel : Graham.Tipples@phac-aspc.gc.ca

Joanne Hiebert ou Jennifer Beirnes
Techniciennes
Section des exanthèmes viraux
Téléphone : 204-789-6082 ou 204-789-7055
Fax : 204-789-5009
Courriel : Joanne.Hiebert@phac-aspc.gc.ca ou
Jennifer.Beirnes@phac-aspc.gc.ca

11.2 Centre de l’immunisation et des maladies respiratoires infectieuses

L’Agence de la santé publique du Canada continue d’afficher des renseignements généraux sur les oreillons et un sommaire national des éclosions sur son site Web. <www.phac-aspc.gc.ca/mumpsoreillons/index-fra.php>

Jusqu’à nouvel ordre, veuillez signaler tout cas confirmé d’oreillons sur votre territoire qui est lié à une éclosion au Centre de l’immunisation et des maladies respiratoires infectieuses, qui compile le sommaire national.

VPD@phac-aspc.gc.ca

* Un cas confirmé en laboratoire n’a pas à répondre à la description clinique de la maladie.
† Le Réseau des laboratoires de santé publique du Canada a approuvé l’ajout du test de détection des oreillons par RT-PCR comme méthode standard pour la détection de l’ARN du virus ourlien.
‡ La maladie clinique se caractérise par l’apparition soudaine d’une tuméfaction unilatérale ou bilatérale douloureuse, spontanément résolutive, des glandes parotides ou d’autres glandes salivaires, qui dure > 2 jours, sans autre cause apparente.