Production d’étalons de référence pour la mesure des glycosides cyanogènes dans la graine de lin

Véronique J. Barthet, Ph. D.

Véronique J. Barthet, Ph. D.
Chercheuse et gestionnaire de programme
Oléagineux
veronique.barthet@grainscanada.gc.ca

Dans le cadre du programme des Oléagineux, nous effectuons de la recherche sur les oléagineux cultivés au Canada, notamment le canola, le colza, la graine de lin, le soja et la graine de moutarde. Nous évaluons notamment les effets des facteurs de classement sur la qualité des oléagineux et analysons en quoi les divers composants des oléagineux, dont les acides gras libres, influent sur la qualité des grains et la qualité de leurs produits dérivés. Une autre partie importante de notre travail consiste à évaluer et à mettre au point les méthodes que nous utilisons pour analyser la qualité des oléagineux. Entre autres, nous validons nos méthodes de référence en regard des normes internationales, développons la spectroscopie dans le proche infrarouge à l’aide de modèles pour prédire la qualité des oléagineux et mettons au point de nouvelles méthodes d’analyse des composés mineurs présents dans les oléagineux. Par ailleurs, une autre partie de notre travail dans le cadre du programme des Oléagineux consiste à évaluer la qualité d’échantillons d’oléagineux qui ont été soumis au titre du Programme d’échantillons de récolte et d’autres qui ont été prélevés dans des cargaisons de grain destiné à l’exportation.

Présence de glycosides cyanogènes dans les plantes

Même si certains composés ne sont présents qu’en faibles quantités dans les oléagineux, ils peuvent tout de même limiter leur utilisation en alimentation humaine et animale. Nous nous intéressons à l’un des groupes de composés, soit les glycosides cyanogènes présents dans la graine de lin. On recense près de 75 différents glycosides cyanogènes connus dans plus de 2500 espèces de plantes. Ces composés sont considérés comme des facteurs antinutritifs, et c’est la raison pour laquelle leurs concentrations sont réglementées dans certains produits alimentaires, dont la farine de manioc. Chez certaines espèces végétales, les glycosides cyanogènes se trouvent dans toutes les parties de la plante (p. ex., le manioc et le lin), tandis que d’autres espèces végétales n’en contiennent que dans certaines de leurs structures (p. ex., les pépins de pomme). Le rôle des glycosides cyanogènes dans les plantes n’est pas entièrement compris; certains ont suggéré qu’ils conféreraient aux plantes une résistance aux prédateurs (p. ex., herbivores, nématodes, champignons).

Rôle des étalons de référence

Nous savons que les graines de lin intactes (non endommagées) contiennent deux diglycosides cyanogènes, la linustatine et la néolinustatine. Deux monoglycosides cyanogènes, la linamarine et la lotaustraline, ont été trouvés dans les plantules, les plants en croissance, les fleurs, les graines endommagées et les graines immatures de lin. Au moyen de la chromatographie en phase gazeuse et en comparant les profils chromatographiques des extraits de graines de lin avec ceux d’étalons de référence hautement purifiés, nous identifions et mesurons les concentrations de glycosides cyanogènes dans les graines de lin. En raison du coût élevé et de la non-disponibilité de certains étalons de glycosides cyanogènes, le dosage de ces composés est souvent difficile. Nous avons donc fait des essais de production d’étalons purs pour voir s’il serait possible de mettre au point une méthode de production qui soit à la fois rapide et économique pour obtenir des étalons que nous pourrions utiliser dans les analyses de routine des glycosides cyanogènes dans les graines de lin.

Production de glycosides cyanogènes purifiés aux fins des analyses de routine

En effectuant une analyse de la littérature scientifique, nous avons appris que les graines de lin germées contiennent les quatre composés cyanogènes que nous voulions étudier. En analysant des graines de lin germées, nous avons déterminé qu’il suffisait de laisser les graines pendant 72 heures dans un plateau de germination pour que des glycosides cyanogènes soient produits. Nous avons analysé plusieurs échantillons et échantillons composites pour trouver des échantillons qui produisent des quantités suffisantes de glycosides cyanogènes afin de les utiliser comme étalons de référence (figure 1). Nous avons extrait les glycosides cyanogènes par la méthode mise au point précédemment, puis nous les avons séparés par chromatographie liquide préparative à haute performance (Prep-HPLC) (figure 2). Nous avons ensuite recueilli les fractions obtenues par HPLC et identifié celles qui contenaient des glycosides cyanogènes (figure 3). Enfin, comme dernière étape, par chromatographie en phase gazeuse et spectrométrie de masse, nous avons analysé les fractions concentrées correspondant à chaque glycoside cyanogène pour voir si nous pourrions les utiliser comme étalons pour effectuer des analyses de routine (figure 4). Nos résultats indiquent qu’il est possible de produire des glycosides cyanogènes purifiés sous forme naturelle afin de compléter les étalons commerciaux offerts sur le marché pour réaliser des analyses de routine de graines de lin.

Figure 1  Effet du temps de germination sur la teneur en glycosides cyanogènes d’une variété de graine de lin à tégument brun (A, C) et d’une variété de graine de lin à faible teneur en cyanogènes (B, D). Les concentrations des glycosides individuels (A, B) et des monoglycosides et diglycosides totaux (C, D) sont mesurées en micromoles par gramme (µmol/g) de graines sèches.
Graphique montrant la teneur en glycosides cyanogènes des graines de lin en fonction du temps de germination.
Données des graphiques
Figure 1A  Glycosides cyanogènes (µmol/g de graines sèches)
LinamarineLotaustralineLinustatineNéolinustatine
MoyenneETFootnote 1MoyenneETMoyenneETMoyenneET
0,210,000,030,005,590,154,780,12
0,410,020,250,024,600,063,910,04
0,570,030,370,024,490,053,840,08
0,670,030,470,024,430,043,780,02
0,390,010,230,014,630,023,920,06
0,350,000,190,004,800,124,060,06
0,340,020,210,014,730,104,010,04
4,420,582,520,313,090,302,600,24
21,021,368,150,631,940,191,710,12
Table 1 Notes
Footnote 1

ET = Écart type

Return to footnote 1 referrer

Figure 1B  Glycosides cyanogènes (µmol/g de graines sèches)
LinamarineLotaustralineLinustatineNéolinustatine
MoyenneETFootnote 1MoyenneETMoyenneETMoyenneET
0,110,010,000,004,560,071,720,03
0,290,020,120,013,690,061,380,02
0,300,060,120,023,640,061,360,03
0,280,080,110,033,750,061,400,04
0,210,010,070,013,720,071,400,01
0,150,000,060,003,650,071,380,02
0,160,010,070,003,640,091,380,04
2,300,140,560,042,780,101,090,03
13,861,373,240,431,600,150,790,05
Table 1 Notes
Footnote 1

ET = Écart type

Return to footnote 1 referrer

Figure 1C  Glycosides cyanogènes (µmol/g de graines sèches)
Monoglycosides totauxDiglycosides totaux
MoyenneETFootnote 1MoyenneET
0,250,0010,370,19
0,660,028,510,07
0,940,048,220,05
1,140,048,330,09
0,630,028,560,06
0,530,008,870,14
0,560,028,740,11
6,950,655,690,38
29,171,503,660,23
Table 1 Notes
Footnote 1

ET = Écart type

Return to footnote 1 referrer

Figure 1D  Glycosides cyanogènes (µmol/g de graines sèches)
Monoglycosides totauxDiglycosides totaux
MoyenneETFootnote 1MoyenneET
0,110,016,280,18
0,410,025,070,16
0,420,065,010,18
0,400,085,150,22
0,280,025,120,12
0,210,005,030,16
2,830,015,020,21
2,870,015,030,21
17,101,433,870,20
Table 1 Notes
Footnote 1

ET = Écart type

Return to footnote 1 referrer

Figure 2  Chromatogramme typique d’un extrait de graines de lin intactes montrant les glycosides cyanogènes détectés aux rayons ultraviolets (UV) à 219 nanomètres; chaque barre verticale représente une des fractions recueillies.
Graphique montrant le chromatogramme de l'extrait de graines de lin sonore.
Figure 3  Concentration des glycosides cyanogènes dans un extrait de graines de lin germées en fonction du temps d’élution (min.). Les concentrations sont mesurées en microgrammes par millilitre (µg/ml).
Graphique montrant la concentration de glycosides cyanogènes dans les graines de lin germées en fonction du temps d'élution.
Données du graphique
Glycosides cyanogènes (µg/ml)
No de la fraction Temps d’élution (min.)LinamarineLotaustralineLinustatineNéolinustatine
11,500,000,000,000,00
21,750,000,000,000,00
32,000,000,000,000,00
42,250,000,000,000,00
52,500,000,000,000,00
62,750,000,000,000,00
73,000,760,000,000,00
83,2531,770,000,000,00
93,50119,390,000,000,00
103,7553,130,000,000,00
114,0010,730,000,000,00
124,251,280,0016,510,00
134,500,290,00110,050,00
144,750,000,0082,550,00
155,000,000,0046,080,00
165,250,000,0013,490,00
175,500,000,000,000,00
185,750,000,000,000,00
196,000,000,000,000,00
206,250,000,000,000,00
216,500,000,000,000,00
226,750,000,000,000,00
237,000,000,000,000,00
247,250,000,000,000,00
257,500,000,000,000,00
267,750,000,000,000,00
278,000,0035,340,000,00
288,250,0045,460,000,00
298,500,0036,420,000,00
308,750,0024,650,000,00
319,000,0011,070,000,00
329,250,003,460,000,00
339,500,001,030,000,00
349,750,000,000,000,00
3510,000,000,000,000,00
3610,250,000,000,000,00
3710,500,000,000,0031,05
3810,750,000,000,0060,72
3911,000,000,000,0058,95
4011,250,000,000,0042,99
4111,500,000,000,0036,92
4211,750,000,000,0027,93
4312,000,000,000,0020,03
4412,250,000,000,0011,08
4512,500,000,000,004,86
4612,750,000,000,000,00
4713,000,000,000,000,00
4813,250,000,000,000,00
4913,500,000,000,000,00
5013,750,000,000,000,00
5114,000,000,000,000,00
5214,250,000,000,000,00
5314,500,000,000,000,00
5414,750,000,000,000,00
Figure 4  Chromatogrammes typiques d’extraits partiellement purifiés et d’étalons commerciaux.
Chromatogrammes montrant les pics de glycosides cyanogènes des étalons commerciaux et des extraits partiellement purifiés à leurs temps respectifs.
Membres de l’équipe

Chercheuse et gestionnaire de programme

  • Véronique J. Barthet, Ph. D.

Chimistes

  • Ann Puvirajah
  • Tao Fan

Techniciens

  • Brad Speiss
  • Colleen Kobialka (Programme d’échantillons de récolte)
  • Hayeon Oh
  • Marnie McLean
  • Nicole Pogorzelec
  • Katharine Schulz
Publications récentes
  • Bacala, R. et V.J. Barthet. « Development of extraction and gas chromatography analytical methodology for cyanogenic glycosides in flaxseed (Linum usitatissimum) ». J. AOAC Int., vol. 90, no 1 (2007), p. 153-161.
    https://doi.org/10.1093/jaoac/90.1.153 (en anglais)
  • Barthet, V.J. et R. Bacala. « Development of optimized extraction methodology for cyanogenic glycosides from flaxseed (Linum usitatissimum) ». J. AOAC Int., vol. 93, no 2 (2010), p. 478-484.
    https://doi.org/10.1093/jaoac/93.2.478 (en anglais)
  • Barthet, V.J. et T. Fan. « Purification of cyanogenic glycosides from flaxseeds ». Séance de présentation d’affiches au 2018 AOCS Annual Meeting & Expo, Minneapolis (Minnesota), États-Unis, du 6 au 9 mai 2018.
  • Fan, T. et Barthet, V.J. « Development of GC/MS methods for the quantification of cyanogenic glycoside in breads with flaxseed ». Séance de présentation d’affiches au Lake Louise XXXI. 31st Workshop on Tandem Mass Spectrometry, Lac Louise(Alberta), Canada, du 29 nov. au 1er déc. 2018.
  • Barthet, V.J. et T. Fan. « Determination of the cyanogenic glycoside contents of flaxseed breads by GC/MS ». Séance de présentation d’affiches au 16th Euro Fed Lipid Congress and Expo, Belfast, Royaume-Uni, du 16 au 19 septembre 2016.

Détails de la page

2023-08-02