Virus de la fièvre jaune : Fiche technique santé-sécurité : agents pathogènes
Pour plus de renseignements sur le virus de la fièvre jaune, consultez les pages Web suivantes :
- Fièvre jaune
- Les voyageurs qui se rendent dans un endroit où il existe un risque de transmission de la fièvre jaune
- Évaluation rapide du risque : risque de fièvre jaune pour les Canadiens
- Vaccin contre la fièvre jaune : Guide canadien d'immunisation
Section I – Agent infectieux
Nom
Virus de la fièvre jaune
Type d'agent
Virus
Taxonomie
Famille
Flaviviridae
Genre
Orthoflavivirus
Espèce
Orthoflavivirus flaviNote de bas de page 1
Synonyme ou renvoi
Agent responsable de la fièvre jaune, antérieurement connu sous le nom de vomito negro (vomi noir)Note de bas de page 2, typhus amarilNote de bas de page 3, fièvre amarile, Bronze John, fièvre de Bulam et fléau safranNote de bas de page 4.
Caractéristiques
Brève description
Le virus de la fièvre jaune (VFJ) est un virus enveloppé icosaédrique d'un diamètre d'environ 40 nm. L'enveloppe virale est dérivée de la membrane plasmique de l'hôte et est incrustée de dimères composés de la glycoprotéine de l'enveloppe virale (E) et de protéines de membrane (M) qui dépassent de la surface jusqu'à 10 nmNote de bas de page 5. Le génome viral est une molécule d'ARN monocaténaire à sens positif, d'environ 11 kb de longueur, avec une structure « cap » à l'extrémité 5' et une structure tige-boucle très stable et hautement conservée à l'extrémité 3', qui agit pour stabiliser le génome et fournit des signaux pour l'initiation de la traduction et la synthèse de l'ARNNote de bas de page 5Note de bas de page 6.
Propriétés
Le VFJ peut tolérer et se reproduire à des températures comprises entre 20 et 37 °C (optimum 37 °C) dans les glandes salivaires des moustiquesNote de bas de page 7. Après l'inoculation, le virus est capable de se reproduire chez un hôte réceptifNote de bas de page 8. Il le fait en infectant d'abord les cellules dendritiques de la peau, qui sont également sensibles à l'infection virale in vitro. Les vaisseaux lymphatiques drainent ensuite ces cellules vers les ganglions lymphatiques, où le virus se réplique et est libéré dans le sang, provoquant une virémie initiale. Une fois dans la voie hématogène, le virus infecte le foie, les reins, le cœur, la rate et d'autres organes.
Section II – Identification des dangers
Pathogénicité et toxicité
Le VFJ cause la fièvre jaune (FJ), une maladie décrite comme la première fièvre hémorragique viraleNote de bas de page 5Note de bas de page 9. Les rapports provenant des éclosions en Afrique de l'Ouest suggèrent que le ratio de cas symptomatiques à asymptomatiques d'infection par le VFJ est de 1 sur 3,8 à 1 sur 7,4, ce qui suggère que la maladie cliniquement manifeste se produit dans 12 à 21 % des infections par le VFJNote de bas de page 10. L'évolution clinique de la FJ se fait en trois phases classiques. La phase d'infection est généralement avec une apparition soudaine et se caractérise par des symptômes grippaux comme la fièvre avec des températures allant jusqu'à 41 °C chez les adultes, des douleurs musculaires, des maux de tête, des douleurs articulaires et des nauséesNote de bas de page 11. Les patients sont généralement virémiques pendant cette phase de la maladie, avec des titres viraux élevés allant jusqu'à 105 à 106 particules virales/mLNote de bas de page 9. Une courte phase de rémission peut suivre (d'une durée de 2 à 48 heures), avec une résolution de la fièvre et une amélioration des symptômes cliniques. Les patients atteints d'une forme légère de la maladie peuvent se rétablir, sans progression ultérieure vers une forme plus grave de la maladie. Environ 12 à 20 % des personnes infectées par le VFJ passent à la phase d'intoxication, qui survient environ 3 à 6 jours suivant l'apparition des premiers symptômes et se caractérise par la réapparition d'une forte fièvre, ainsi que des douleurs abdominales, des nausées, des vomissements, une insuffisance rénale, une oligurie et une jaunisseNote de bas de page 5Note de bas de page 11Note de bas de page 12. Des manifestations hémorragiques surviennent pendant cette phase dont des pétéchies, des ecchymoses, des épistaxis (saignements de nez), des saignements des gencives et des sites de ponction, de l'hématurie (présence de sang dans l'urine), de la méléna (présence de sang dans les selles), de l'hématémèse (vomissement de sang) et de la métrorragie (saignements menstruels prolongés)Note de bas de page 5Note de bas de page 9Note de bas de page 13. Des lésions myocardiques, représentées par des anomalies d'ondes sur les électrocardiogrammes, ont également été signalées chez les patientsNote de bas de page 9. L'encéphalopathie et autres changements dans le cerveau peuvent également être signalés et sont souvent dus à une augmentation de la pression du liquide céphalorachidien et à un œdème plutôt qu'à une encéphalite viraleNote de bas de page 9, bien que l'encéphalite liée au VFJ soit extrêmement rareNote de bas de page 14. Les symptômes de l'encéphalopathie comprennent le délire, la stupeur, le coma, les respirations de Cheyne-Stokes, l'acidose métabolique, l'hyperkaliémie, l'hypoglycémie et l'hypothermieNote de bas de page 15Note de bas de page 16. Une revue systématique de la littérature a estimé le taux de décès du VFJ à environ 39 %Note de bas de page 17. Environ 20 à 50 % des patients qui développent des maladies hépatorénales pendant la maladie (c'est-à-dire une évolution vers la période d'intoxication) décèdentNote de bas de page 9.
Épidémiologie
Le VFJ sévit de façon endémique dans 34 pays d'Afrique et 13 pays d'Amérique du SudNote de bas de page 18. Le virus peut être classé en deux clades majeurs : le premier clade englobe quatre génotypes, deux d'Afrique de l'Ouest et deux d'Amérique du Sud, tandis que le deuxième clade comprend trois génotypes identifiés en Afrique centrale/de l'EstNote de bas de page 18. Le virus est maintenu dans la nature par la transmission entre les primates non humains (PNH), la transmission horizontale par les moustiques qui se nourrissent du sang et la transmission transovarienne chez les vecteurs compétentsNote de bas de page 18. Il existe trois cycles de transmission : sylvatique (ou jungle), urbain et intermédiaire (savane)Note de bas de page 19. Le cycle sylvatique implique la transmission du virus entre les primates non humains et les moustiques qui se reproduisent dans les trous d'arbres, tels qu'Aedes africanus, A. luteocephalus, A. opok et le groupe A. simpsoni en Afrique, ainsi que les espèces Haemagogus en Amérique du SudNote de bas de page 19Note de bas de page 20. Le cycle urbain est moins fréquent, mais a été responsable d'éclosions historiques en Europe et en Amérique du Nord et implique la transmission entre les humains et les moustiques domestiques comme A. aegypti dans des régions densément peupléesNote de bas de page 5Note de bas de page 16. Le cycle intermédiaire se produit uniquement en Afrique, entre les humains vivant près des frontières de la jungle et les espèces de moustiques anthropophiles qui se reproduisent dans les trous d'arbres, comme A. africanus, A. luteocephalus, A. opok et le groupe A. simpsoniNote de bas de page 16Note de bas de page 21. Puisque que les PNH représentent l'un des réservoirs, le VFJ ne peut pas être éradiqué. De plus, les humains infectés peuvent également contribuer à la transmission du VFJ en infectant les moustiques pendant les périodes de virémie. Il y a environ 200 000 cas de FJ et 30 000 décès chaque année, dont 90 % se produisant en AfriqueNote de bas de page 22.
Entre 2016 et 2018, des éclosions du VFJ ont été signalées à la fois dans des zones endémiques et non endémiques en Afrique et en Amérique du Sud avec une couverture vaccinale historiquement faibleNote de bas de page 23. La plus grande éclosion de FJ en 30 ans a été signalée en Angola entre 2016 et 2017, une zone endémique où l'activité du VFJ est peu fréquente et la couverture vaccinale est plus faible qu'en Afrique de l'Ouest, avec une propagation en République démocratique du Congo et possiblement en Ouganda. De décembre 2015 à octobre 2016, 884 cas confirmés et 121 décès ont été signalés dans ces pays, ce qui a entraîné la vaccination de masse de 30 millions de personnes. La plus grande éclosion du VFJ enregistrée en Afrique a eu lieu le long de la rivière Omo, dans le sud-ouest de l'Éthiopie, entre 1960 et 1962, entraînant environ 200 000 cas et 30 000 décèsNote de bas de page 21. En 1966, le VFJ est apparu à Arba Minch, dans le sud de l'Éthiopie, dans une zone qui n'avait pas été touchée lors de l'épidémie de 1960, et avait été exclu de la campagne de vaccination de masse à l'époque. Au cours de cette éclosion, 2200 cas et 450 décès ont été signalés et l'éclosion a été confirmée par des tests sérologiquesNote de bas de page 24. Le VFJ est ensuite réapparu dans le Sud d'Omo en 2012-2014, et plus récemment en octobre 2018 dans le Sud-Ouest de l'ÉthiopieNote de bas de page 21.
Les personnes participant à des activités professionnelles ou récréatives dans les forêts présentent un risque accru d'infection par le VFJ via le cycle sylvatiqueNote de bas de page 16Note de bas de page 25. L'infection est également plus fréquemment signalée chez les hommes que chez les femmes, probablement en raison de la surreprésentation des hommes dans ces professionsNote de bas de page 9. Les personnes de plus de 40 ans sont plus susceptibles de succomber à la FJ que les personnes de moins de 40 ansNote de bas de page 26.
Gamme d'hôtes
Hôtes naturels
Les humains, les PNH et les moustiques sont les hôtes naturelsNote de bas de page 27. Les espèces animales susceptibles en Afrique comprennent les singes du genre Cercopithecus, les chimpanzés (Pan spp.), les mangabeys (Cercocebus spp.), les babouins (Papio spp.), les galagos (Galaga spp.) et possiblement les hérissons (Erinaceus spp.), tandis qu'en Amérique centrale et du Sud, l'infection par le virus de la fièvre jaune a été signalée chez les capucins, les araignées, les singes hurleurs, les titis et les lirois, les ouistitis et les tamarinsNote de bas de page 28Note de bas de page 29Note de bas de page 30.
Autres hôtes
Les souris et les hamsters sont des hôtes infectés expérimentalementNote de bas de page 31.
Dose infectieuse
Inconnue pour les humains. Généralement, la dose infectieuse des agents responsables de la fièvre hémorragique virale est d'environ 1 à 10 organismes par aérosol chez les humainsNote de bas de page 32. Des preuves expérimentales indiquent que la dose mortelle de 50 % chez les singes est inférieure à 1 unité formant des plaquesNote de bas de page 9.
Période d'incubation
La période d'incubation de la FJ est de trois à six joursNote de bas de page 5.
Transmissibilité
Le mode de transmission préféré est l'injection de matériel infectieux par la piqûre d'un moustique infecté par le VFJNote de bas de page 5. Bien qu'il n'y ait aucun cas signalé d'infection par le virus de la fièvre jaune (VFJ) acquis naturellement par contact avec une peau intacte chez les humains ou les animaux, des preuves expérimentales historiques chez les singes suggèrent que le VFJ pourrait être transmis par la peau, bien que des titres viraux élevés seraient nécessairesNote de bas de page 33. Le contact de matières infectieuses avec des muqueuses ou une peau endommagée est une autre voie possible de transmission Note de bas de page 34. Des preuves expérimentales chez les singes suggèrent que le VFJ peut être transmis par aérosol et par ingestionNote de bas de page 34Note de bas de page 35Note de bas de page 36. La transmission entre humains peut se produire par contact intime direct par la transplantation d'organes, la transfusion sanguineNote de bas de page 37 et la transmission verticaleNote de bas de page 34Note de bas de page 38Note de bas de page 39. Même si le VFJ n'a pas été transmis entre les individus par contact avec la literie des personnes infectéesNote de bas de page 40, des cas d'infection acquis en laboratoire ont été signalés après manipulation de matériaux contaminés provenant de patients/animaux, ce qui suggère que le contact indirect par le biais de fomites peut être une voie rare de transmission entre humainsNote de bas de page 34.
Section III – Dissémination
Réservoir
Humains dans le cycle urbain; PNH dans le cycle sylvatique; humains et PNH dans le cycle intermédiaireNote de bas de page 18. Dans une enquête sérologique menée en Guyane française, des anticorps anti-VFJ ont été détectés chez 10 espèces de mammifères sauvages de différents ordres ou super-ordres, à savoir le tamarin à mains dorées, le saki à face blanche et le singe hurleur roux (primates); les agoutis et les porcs-épics (Rodentia); le pécaris à collier (artiodactyle); la taira (Carnivora); les paresseux à deux et trois doigts, et les fourmiliers (Xenarthra), ce qui suggère que des espèces de mammifères non-primates pourraient jouer un rôle dans la transmissionNote de bas de page 41.
Zoonose
La zoonose indirecte se produit dans le cycle sylvatique, qui implique la transmission du VFJ entre les primates non humains (PNH) et les moustiques qui se reproduisent dans les trous d'arbres, où les humains peuvent être sporadiquement infectés lorsqu'ils sont piqués par un moustique infecté par le VFJNote de bas de page 11.
Vecteurs
Les principaux vecteurs arthropodes du VFJ diffèrent en fonction de l'emplacement géographique et du cycle de transmissionNote de bas de page 42. Le cycle de transmission urbaine dépend des vecteurs de moustiques domestiqués, tels qu'Aedes aegyptiNote de bas de page 5. Dans le cycle sylvatique, le YFV est transmis entre les primates non humains (PNH) et les espèces de moustiques qui se reproduisent dans les trous d'arbres, y compris Aedes africanus en Afrique, et Haemogogus spp. et Sabethes spp. en Amérique du SudNote de bas de page 19Note de bas de page 20. Le cycle intermédiaire se produit uniquement en Afrique et implique la transmission entre les humains et les NHP (primates non humains), et des moustiques anthropophiles Aedes spp. se reproduisant dans des trous d'arbres, incluant A. africanus, A. furcifer-taylori, A. bromeliae, A. metallicus et A. luteocephalisNote de bas de page 19Note de bas de page 43.
Section IV – Viabilité et stabilité
Sensibilité/résistance aux médicaments
Le VFJ est sensible à des concentrations élevées, et potentiellement cytotoxiques, de ribavirine in vitroNote de bas de page 44. Sofosbuvir a également démontré une activité antivirale contre le VFJNote de bas de page 45. Certains composés 2-indolinones ont montré une activité antivirale non toxique et sélective contre le VFJ in vitro, les composés 1-benxyl et 5-halogènes ou les composés nitrosubstitués étant les plus efficaces contre le VFJNote de bas de page 46.
Sensibilité aux désinfectants
Le VFJ est inactivé par du glutaraldéhyde à 2 %, du bêta-propioacétone, du peroxyde d'hydrogène à 2-3 %, de l'éthanol à 70 %, du chlore à 500-5000 ppm, du formaldéhyde à 3-8 %, de l'iode à 1 % et des iodophores de phénol, ainsi que du phénol à 0,5 % avec un détergentNote de bas de page 47.
Inactivation physique
Le VFJ peut être inactivé par un traitement thermique à des températures supérieures à 50 °C pendant 30 minutes et par irradiation gammaNote de bas de page 47.
Survie à l'extérieur de l'hôte
Les basses températures préservent l'infectivité, la stabilité étant plus élevée en dessous de -60 °CNote de bas de page 48. Le VFJ reste viable jusqu'à 90 jours lorsqu'il est séché à l'air sur du papier filtre et conservé à température ambianteNote de bas de page 49. Dans un cas de transmission par transfusion sanguine du virus par un vaccin contre la fièvre jaune, une personne a reçu une transfusion de globules rouges (GR) d'un donneur récemment vacciné avec le vaccin atténuéNote de bas de page 37. La transfusion a eu lieu 24 jours après le don de sang, ce qui suggère que le virus du vaccin contre la fièvre jaune peut être viable dans les produits de sang conservés pendant au moins 24 jours.
Section V – Premiers soins et aspects médicaux
Surveillance
La méthode de diagnostic la plus répandue est la détection des anticorps IgM anti-VFJ par des méthodes immuno-enzymatiques (ELISA), bien que compliquées par une possible réactivité croisée avec d'autres flavivirusNote de bas de page 47. Le test de séroneutralisation par réduction des plages (TSNRP), ou l'épreuve de neutralisation virale (VNT), est la méthode la plus spécifique pour la détection des anticorps anti-VFJ. Parmi les autres tests actuellement utilisés pour la détection des anticorps IgM et IgG contre le VFJ, on peut citer des méthodes d'immunofluorescence indirecte (IFI) locales, qui nécessitent du personnel bien formé pour une interprétation correcte, ainsi que des tests ELISA, MAC-ELISA et d'inhibition ELISA. Plus récemment, un immunoessai multiplex sur microsphère a été décrit pour la détection des anticorps arboviraux, y compris ceux dirigés contre le VFJNote de bas de page 47.
Remarque : Les recommandations spécifiques pour la surveillance en laboratoire devraient provenir du programme de surveillance médicale, qui est fondé sur une évaluation locale des risques des agents pathogènes et des activités en cours, ainsi qu'une évaluation globale des risques du programme de biosécurité dans son ensemble. De plus amples renseignements sur la surveillance médicale sont disponibles dans le Guide canadien sur la biosécurité.
Premiers soins et traitement
Le traitement de la FJ est de support, car il n'existe actuellement aucune thérapie disponibleNote de bas de page 50. Observation, repos, hydratation et prise d'acétaminophène pour la douleur et la fièvre sont recommandés. Les médicaments anti-inflammatoires non stéroïdiens et l'aspirine doivent être évités en raison du risque de choc hémorragique. Les personnes atteintes de la fièvre jaune doivent se protéger contre les piqûres de moustiques pendant 5 jours après l'apparition de la fièvre afin d'éviter d'infecter les moustiques non infectés et de contribuer au cycle de transmission.
Remarque : Les recommandations spécifiques concernant les premiers soins et les traitements en laboratoire devraient provenir du plan d'intervention après exposition, qui est élaboré dans le cadre du programme de surveillance médicale. De plus amples renseignements sur le plan d'intervention après l'exposition sont disponibles dans le Guide canadien sur la biosécurité.
Immunisation
Un vaccin vivant atténué contre la fièvre jaune (YF-VAX® ou vaccin YF 17D) est disponible au CanadaNote de bas de page 51. Une dose du vaccin contre la fièvre jaune est recommandée pour les personnes immunocompétentes âgées de 9 mois et plus qui se rendent dans des pays où il y a un risque de transmission de la fièvre jaune. Les nourrissons de moins de 6 mois présentent un risque plus élevé de développer une maladie neurotropique associée au vaccin contre la fièvre jaune après la vaccination et ne doivent pas recevoir le vaccin contre la fièvre jaune. En général, les nourrissons de moins de 9 mois ne devraient pas être vaccinés contre la FJ. Toutefois, selon les recommandations de l'Advisory Committee on Immunization Practices (ACIP) des États-Unis, la décision de vacciner ou non un enfant de 6 à 8 mois devant inévitablement séjourner dans une zone d'endémie ou de transition devrait être fondée sur une analyse du risque d'exposition à la FJ par rapport au risque d'effets secondaires suivant la vaccinationNote de bas de page 51. Le personnel de laboratoire qui travaille avec le VFJ et ceux qui travaillent dans des zones endémiques du VFJ devraient recevoir le vaccin contre le VFJNote de bas de page 51.
YF-VAX® est contre-indiqué chez les personnes qui ont des hypersensibilité aux composants du vaccin, y compris les œufs, ainsi que chez les enfants de moins de 9 mois, les personnes qui allaitent des bébés de moins de 9 mois et les personnes de 60 ans et plus, car ces groupes présentent un risque beaucoup plus élevé de développer un syndrome neurotropique associée au vaccin et un syndrome viscérotropiqueNote de bas de page 51, bien que ces effets indésirables graves soient très raresNote de bas de page 52.
Remarque : De plus amples renseignements sur le programme de surveillance médicale sont disponibles dans le Guide canadien sur la biosécurité et en consultant le Guide canadien d'immunisation.
Prophylaxie
Il n'existe pas de prophylaxie post-exposition approuvée, bien qu'il existe des preuves limitées suggérant que l'administration d'une immunothérapie passive, d'interférons ou d'inducteurs d'interférons peut être efficace si elle est administrée avant ou dans les heures suivant l'infection par le VFJ chez une personne exposée connue (par exemple, un travailleur de laboratoire)Note de bas de page 53.
Remarque : De plus amples renseignements sur la prophylaxie dans le cadre du programme de surveillance médicale sont disponibles dans le Guide canadien sur la biosécurité.
Section VI – Dangers pour le personnel de laboratoire
Infections contractées en laboratoire
Plus de 30 cas d'infection par le VFJ acquis en laboratoire ont été signalés pendant l'ère pré-vaccinale. Ils étaient associés au contact avec le sang ou les tissus de patients infectés ou d'animaux de laboratoire, ou à la manipulation d'animaux infectés de manière expérimentaleNote de bas de page 34. Un cas s'est produit en 1930 chez un technicien hospitalier qui a analysé un échantillon de sang provenant d'un patient atteint de la fièvre jaune à Londres, au Royaume-Uni; la personne est décédée, bien que le mode de transmission soit incertainNote de bas de page 54. Un cas de transmission en laboratoire a été associé à une piqûre d'un moustique infectéNote de bas de page 48.
Remarque : Veuillez consulter la Norme canadienne sur la biosécurité et le Guide canadien sur la biosécurité pour obtenir de plus amples renseignements sur les exigences relatives à la déclaration des incidents d'exposition. Une ligne directrice canadienne sur la biosécurité décrivant les procédures de déclaration est également disponible.
Sources et échantillons
Le VFJ peut être détecté dans le sang, le sérum, les tissus organiques (foie, rate, reins, cœur, poumons et cerveau)Note de bas de page 40, l'urine et le spermeNote de bas de page 55.
Dangers primaires
L'auto-inoculation des matières infectieuses, des piqûres de moustiques infectés et l'exposition des muqueuses ou de la peau endommagée sont les principaux dangers associés à l'exposition au VFJ.
Dangers particuliers
Une exposition directe ou indirecte aux aérosols du vaccin YF 17D concentré et un travail avec des animaux infectés expérimentalement peut présenter un danger particulierNote de bas de page 34Note de bas de page 56.
Section VII – Contrôle de l'exposition et protection personnelle
Classification par groupe de risque
Le VFJ est un agent pathogène humain du groupe de risque (GR) 3, un agent pathogène animal du groupe de risque 3 et un agent biologique à cote de sécurité élevée (ABCSE)Note de bas de page 57Note de bas de page 58.
Exigences de confinement
Les installations, l'équipement et les pratiques opérationnelles de niveau de confinement 3, tels que décrits dans la Norme canadienne sur la biosécurité pour le travail avec des matières, des animaux ou des cultures infectieux ou possiblement infectieux.
Veuillez noter qu'il existe d'autres exigences en matière de sécurité, comme l'obtention d'une habilitation de sécurité conformément à la Loi sur les agents pathogènes humains et les toxines pour les travaux impliquant des ABCSE.
Vêtements de protection
Les exigences applicables au niveau de confinement 3 pour l'équipement et les vêtements de protection individuelle décrites dans la Norme canadienne sur la biosécurité doivent être respectées. À tout le moins, l'utilisation de vêtements protecteurs dédiés qui recouvrent entièrement le corps, de chaussures de sécurité dédiées et/ou de couvre-chaussures, de gants lors de la manipulation de matières infectieuses ou d'animaux infectés, d'une protection du visage lorsqu'il y a un risque connu ou potentiel d'exposition aux éclaboussures ou aux objets projetés en l'air, d'appareils de protection respiratoire lorsqu'il y a un risque d'exposition à des aérosols infectieux et d'une deuxième couche de vêtements de protection avant de travailler avec des matières infectieuses ou des animaux infectés.
Remarque : Une évaluation locale des risques permettra de déterminer la protection appropriée pour les mains, les pieds, la tête, le corps, les yeux, le visage et les voies respiratoires. De plus, les exigences relatives à l'équipement de protection individuelle pour la zone de confinement et les activités de travail doivent être documentées.
Autres précautions
Toutes les activités impliquant des récipients ouverts d'agents pathogènes doivent être effectuées dans une enceinte de sécurité biologique (ESB) certifiée ou un autre espace de confinement primaire approprié. L'utilisation d'aiguilles, de seringues et d'autres objets pointus doit être strictement limitée. Des précautions supplémentaires doivent être prises pour les travaux impliquant des animaux ou des activités à grande échelle.
Des précautions appropriées doivent être prises lors du travail avec des arthropodes infectés. Cela peut inclure la mise en œuvre d'un programme visant à prévenir les fuites et à détecter tout arthropode échappé, ainsi que l'utilisation d'équipements de protection individuelle (EPI) appropriés, entre autres mesuresNote de bas de page 59Note de bas de page 60.
Section VIII – Manutention et entreposage
Déversements
Laisser les aérosols se déposer. Tout en portant de l'équipement de protection individuelle, couvrir doucement le déversement avec du papier absorbant et appliquer un désinfectant approprié, à partir du périmètre et en allant vers le centre. Permettre un contact suffisant avec le désinfectant avant le nettoyage (Guide canadien sur la biosécurité).
Élimination
Les matières réglementées, ainsi que tous les articles et les déchets doivent être décontaminés à la barrière de confinement avant leur retrait de la zone de confinement, de la salle animalière, du box ou de la salle de nécropsie. Pour ce faire, on peut utiliser des technologies et des procédés de décontamination qui se sont avérés efficaces contre les matières infectieuses, comme les désinfectants chimiques, l'autoclave, l'irradiation, l'incinération, un système de traitement des effluents ou une décontamination gazeuse (Guide canadien sur la biosécurité).
Entreposage
Les exigences applicables en matière de confinement de niveau 3 pour l'entreposage, décrites dans la Norme canadienne sur la biosécurité, doivent être respectées. Les contenants primaires de matières réglementées retirés de la zone de confinement doivent être entreposés dans des contenants secondaires étiquetés, étanches, résistants aux chocs et conservés dans un équipement d'entreposage verrouillé ou dans un espace auquel l'accès est limité.
ABCSE : Les contenants d'agents biologiques à cote de sécurité élevée (ABCSE) entreposés à l'extérieur de la zone de confinement doivent être étiquetés, étanches, résistants aux chocs et conservés dans un équipement d'entreposage verrouillé à un endroit fixe (c.-à-d., non mobile) et dans un endroit avec accès limité.
Un inventaire des agents pathogènes du GR3 et des toxines d'ABCSE entreposés pour une longue durée doit être dressé et inclure :
- l'identification précise des matières réglementées
- un mécanisme qui permet de détecter rapidement la disparition ou le vol d'un échantillon
Section IX – Renseignements sur la réglementation et autres
Renseignements sur la réglementation canadienne
Les activités réglementées avec le VFJ nécessitent un permis d'agent pathogène et de toxine délivré par l'Agence de la santé publique du Canada (ASPC). Le VFJ est un agent pathogène d'animaux terrestres au Canada; par conséquent, son importation nécessite un permis d'importation en vertu du Règlement sur la santé des animaux (RSA). L'ASPC délivre un permis d'agent pathogène et de toxine, qui inclut un permis d'agent pathogène humain et de toxine et un permis d'importation conformément au RSA.
Veuillez noter qu'il existe d'autres exigences en matière de sécurité, comme l'obtention d'une habilitation de sécurité conformément à la Loi sur les agents pathogènes humains et les toxines pour les travaux impliquant des ABCSE.
Voici une liste non exhaustive des désignations, règlements ou lois applicables :
- Loi sur les agents pathogènes humains et les toxines et Règlement sur les agents pathogènes humains et les toxines
- Loi sur la mise en quarantaine
- Loi sur la santé des animaux et Règlement sur la santé des animaux
- Maladies à déclaration obligatoire à l'échelle nationale (humaines)
- Loi sur le transport des marchandises dangereuses et Règlement sur le transport des marchandises dangereuses
Dernière mise à jour
Juin 2024
Rédigé par
Centre de la biosûreté, Agence de la santé publique du Canada.
Mise en garde
L'information scientifique, opinions et recommandations contenues dans cette Fiche technique santé-sécurité : agents pathogènes ont été élaborées sur la base de ou compilées à partir de sources fiables disponibles au moment de la publication. Les dangers nouvellement découverts sont fréquents et ces informations peuvent ne pas être totalement à jour. Le gouvernement du Canada ne se tient pas responsable de leur justesse, de leur caractère exhaustif ou de leur fiabilité, ni des pertes ou blessures pouvant résulter de l'utilisation de ces renseignements.
Les personnes au Canada sont tenues de se conformer aux lois pertinentes, y compris les règlements, les directives et les normes applicables à l'importation, au transport et à l'utilisation d'agents pathogènes et toxines au Canada, établis par les autorités réglementaires compétentes, notamment l'Agence de la santé publique du Canada, Santé Canada, l'Agence canadienne d'inspection des aliments, Environnement et Changement climatique Canada et Transports Canada. La classification des risques et les exigences réglementaires connexes mentionnées dans la présente Fiche technique santé-sécurité : agents pathogènes, telles que celles qui figurent dans la norme canadienne de biosécurité, peuvent être incomplètes et sont spécifiques au contexte canadien. D'autres juridictions auront leurs propres exigences.
Tous droits réservés © Agence de la santé publique du Canada, 2024, Canada
Références
- Note de bas de page 1
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International Committee on Taxonomy of Viruses. 2023. Taxon details| ICTV. Disponible à https://ictv.global/taxonomy/taxondetails?taxnode_id=202303121&taxon_name=Orthoflavivirus%20flavi [Consulté le 18 juin 2024]
- Note de bas de page 2
-
Acha, PN, et Szyfres, B. 2003. Yellow Fever. Zoonoses and Communicable Diseases Common to Man and Animals (3rd ed., pp. 377-387). Washington D.C.: Pan American Health Organization.
- Note de bas de page 3
-
Oldstone MBA. 2020. Viruses, Plagues, and History: Past, Present, and Future. Oxford University Press.
- Note de bas de page 4
-
Bazin, H. 2011. Yellow fever vaccine, p. 407-454. Vaccination: A History: From Lady Montagu to Genetic Engineering. John Libbey Eurotext.
- Note de bas de page 5
-
Gardner CL, et Ryman KD. 2010. Yellow fever: a reemerging threat. Clin Lab Med 30:237-60.
- Note de bas de page 6
-
Rice CM, Lenches EM, Eddy SR, Shin SJ, Sheets RL, et Strauss JH. 1985. Nucleotide sequence of yellow fever virus: implications for flavivirus gene expression and evolution. Science 229:726-33.
- Note de bas de page 7
-
Hay A. 1999. A magic sword or a big itch: an historical look at the United States biological weapons programme. Med Confl Surviv 15:215-34.
- Note de bas de page 8
-
Manso PP, Dias de Oliveira BC, de Sequeira PC, Maia de Souza YR, Ferro JM, da Silva IJ, Caputo LF, Guedes PT, dos Santos AA, Freire Mda S, Bonaldo MC, et Pelajo-Machado M. 2015. Yellow Fever 17DD Vaccine Virus Infection Causes Detectable Changes in Chicken Embryos. PLoS Negl Trop Dis 9:e0004064.
- Note de bas de page 9
-
Monath TP. 2001. Yellow fever: an update. Lancet Infect Dis 1:11-20.
- Note de bas de page 10
-
Chen LH, et Wilson ME. 2016. Update on non-vector transmission of dengue: relevant studies with Zika and other flaviviruses. Trop Dis Travel Med Vaccines 2:15.
- Note de bas de page 11
-
Waggoner JJ, Rojas A, et Pinsky BA. 2018. Yellow Fever Virus: Diagnostics for a Persistent Arboviral Threat. J Clin Microbiol 56.
- Note de bas de page 12
-
Hansen CA, et Barrett ADT. 2021. The Present and Future of Yellow Fever Vaccines. Pharmaceuticals (Basel) 14.
- Note de bas de page 13
-
Jardim LL, Franco MB, de Oliveira NR, de Carvalho BN, Basques F, Ribeiro DD, Lisman T, Pereira LS, et Rezende SM. 2024. Hypocoagulability in severe yellow fever infection is associated with bleeding: results from a cohort study. Res Pract Thromb Haemost 8:102427.
- Note de bas de page 14
-
World Health Organization. 2003. WHO Position Paper - Yellow Fever Vaccine. Wkly. Epidemiol. Rec., 40: 349–359.
- Note de bas de page 15
-
LacKamp AN, et Stevens RD. 2013. Neurologic Implications of Critical Illness and Organ Dysfunction. Textbook of Neurointensive Care.
- Note de bas de page 16
-
Gaythorpe KA, Hamlet A, Jean K, Garkauskas Ramos D, Cibrelus L, Garske T, et Ferguson N. 2021. The global burden of yellow fever. Elife 10.
- Note de bas de page 17
-
Servadio JL, Munoz-Zanzi C, et Convertino M. 2021. Estimating case fatality risk of severe Yellow Fever cases: systematic literature review and meta-analysis. BMC Infect Dis 21:819.
- Note de bas de page 18
-
Gianchecchi E, Cianchi V, Torelli A, et Montomoli E. 2022. Yellow Fever: Origin, Epidemiology, Preventive Strategies and Future Prospects. Vaccines (Basel) 10.
- Note de bas de page 19
-
Centers for Disease Control and Prevention (CDC). 2024. Yellow Fever | CDC Yellow Book 2024.
- Note de bas de page 20
-
Haddow AJ. 1969. X.—The Natural History of Yellow Fever in Africa. Proceedings of the Royal Society of Edinburgh Section B Biology 70:191-227.
- Note de bas de page 21
-
Mulchandani R, Massebo F, Bocho F, Jeffries CL, Walker T, et Messenger LA. 2019. A community-level investigation following a yellow fever virus outbreak in South Omo Zone, South-West Ethiopia. PeerJ 7:e6466.
- Note de bas de page 22
-
World Health Organization. 2014. Fact sheet : Yellow fever. Disponible à https://iris.who.int/bitstream/handle/10665/204192/Fact_Sheet_WHD_2014_EN_1635.pdf?sequence=1
- Note de bas de page 23
-
Douam F, et Ploss A. 2018. Yellow Fever Virus: Knowledge Gaps Impeding the Fight Against an Old Foe. Trends Microbiol 26:913-928.
- Note de bas de page 24
-
Ardoin P, Rodhain F, et Hannoun C. 1976. Epidemiologic study of arboviruses in the Arba-Minch district of Ethiopia. Tropical and Geographical Medicine. 1976;28(4):309–315.
- Note de bas de page 25
-
Gubler DJ. 2004. The changing epidemiology of yellow fever and dengue, 1900 to 2003: full circle? Comp Immunol Microbiol Infect Dis 27:319-30.
- Note de bas de page 26
-
Tuboi SH, Costa ZG, da Costa Vasconcelos PF, et Hatch D. 2007. Clinical and epidemiological characteristics of yellow fever in Brazil: analysis of reported cases 1998-2002. Trans R Soc Trop Med Hyg 101:169-75.
- Note de bas de page 27
-
Kleinert RDV, Montoya-Diaz E, Khera T, Welsch K, Tegtmeyer B, Hoehl S, Ciesek S, et Brown RJP. 2019. Yellow Fever: Integrating Current Knowledge with Technological Innovations to Identify Strategies for Controlling a Re-Emerging Virus. Viruses 11.
- Note de bas de page 28
-
de Azevedo Fernandes NCC, Guerra JM, Diaz-Delgado J, Cunha MS, Saad LD, Iglezias SD, Ressio RA, Dos Santos Cirqueira C, Kanamura CT, Jesus IP, Maeda AY, Vasami FGS, de Carvalho J, de Araujo LJT, de Souza RP, Nogueira JS, Spinola RMF, et Catao-Dias JL. 2021. Differential Yellow Fever Susceptibility in New World Nonhuman Primates, Comparison with Humans, and Implications for Surveillance. Emerg Infect Dis 27:47-56.
- Note de bas de page 29
-
Mares-Guia MAMDM, Horta MA, Romano A, Rodrigues CDS, Mendonça MCL, Dos Santos CC, Torres MC, Araujo ESM, Fabri A, De Souza ER, Ribeiro ROR, Lucena FP, Junior LCA, Da Cunha RV, Nogueira RMR, Sequeira PC, et De Filippis AMB. 2020. Yellow fever epizootics in non-human primates, Southeast and Northeast Brazil (2017 and 2018). Parasites and Vectors 13.
- Note de bas de page 30
-
Meegan, JM. 1994. Yellow Fever. Handbook of Zoonoses, Section B.
- Note de bas de page 31
-
Julander JG. 2013. Experimental therapies for yellow fever. Antiviral Res 97:169-79.
- Note de bas de page 32
-
Franz DR, Jahrling PB, Friedlander AM, McClain DJ, Hoover DL, Bryne WR, Pavlin JA, Christopher GW, et Eitzen EM, Jr. 1997. Clinical recognition and management of patients exposed to biological warfare agents. JAMA 278:399-411.
- Note de bas de page 33
-
Stokes A, Bauer JH, et Hudson NP. 1928. The transmission of yellow fever to Macacus rhesus. Rev Med Virol 11:141-8.
- Note de bas de page 34
-
Chen L, et Wilson M. 2005. Non-vector transmission of dengue and other mosquito-borne flaviviruses. Dengue Bulletin 29.
- Note de bas de page 35
-
Hearn HJ, Jr., Soper WT, et Miller WS. 1965. Loss in Virulence of Yellow Fever Virus Serially Passed in Hela Cells. Proc Soc Exp Biol Med 119:319-22.
- Note de bas de page 36
-
Miller WS, Demchak P, Rosenberger CR, Dominik JW, et Bradshaw IL. 1963. Stability and infectivity of airborne yellow fever and rift valley fever viruses1. American Journal of Epidemiology 77:114-121.
- Note de bas de page 37
-
Gould CV, Free RJ, Bhatnagar J, Soto RA, Royer TL, Maley WR, Moss S, Berk MA, Craig-Shapiro R,Kodiyanplakkal RPL, Westblade LF, Muthukumar T, Puius YA, Raina A, Hadi A, Gyure KA, Trief D, Pereira M, Kuehnert MJ, Ballen V, Kessler DA, Dailey K, Omura C, Doan T, Miller S, Wilson MR, Lehman JA, Ritter JM, Lee E, Silva-Flannery L, Reagan-Steiner S, Velez JO, Laven JJ, Fitzpatrick KA, Panella A, Davis EH, Hughes HR, Brault AC, St George K, Dean AB, Ackelsberg J, Basavaraju SV, Chiu CY, et Staples JE. 2023. Transmission of yellow fever vaccine virus through blood transfusion and organ transplantation in the USA in 2021: report of an investigation. Lancet Microbe 4:e711-e721.
- Note de bas de page 38
-
Bentlin MR, de Barros Almeida RA, Coelho KI, Ribeiro AF, Siciliano MM, Suzuki A, et Fortaleza CM. 2011. Perinatal transmission of yellow fever, Brazil, 2009. Emerg Infect Dis 17:1779-80.
- Note de bas de page 39
-
Diniz LMO, Romanelli RMC, de Carvalho AL, Teixeira DC, de Carvalho LFA, Ferreira Cury V, Filho MPL, Perigolo G, et Heringer TP. 2019. Perinatal Yellow Fever: A Case Report. Pediatr Infect Dis J 38:300-301.
- Note de bas de page 40
-
Rifkind, D. et Freeman, G.L. 2005. 12 - YELLOW FEVER. The Nobel Prize Winning Discoveries in Infectious Diseases (D. Rifkind and G. L. Freeman, eds), pp. 85–88.
- Note de bas de page 41
-
de Thoisy B, Dussart P, et Kazanji M. 2004. Wild terrestrial rainforest mammals as potential reservoirs for flaviviruses (yellow fever, dengue 2 and St Louis encephalitis viruses) in French Guiana. Trans R Soc Trop Med Hyg 98:409-12.
- Note de bas de page 42
-
Shinde D, Plante J, Plante K, et Weaver S. 2022. Yellow Fever: Roles of Animal Models and Arthropod Vector Studies in Understanding Epidemic Emergence. Microorganisms 10:1578.
- Note de bas de page 43
-
Monath TP, et Vasconcelos PF. 2015. Yellow fever. J Clin Virol 64:160-73.
- Note de bas de page 44
-
Blacksell SD, et Wormser GP. 2007. Tropical Infectious Diseases: Principles, Pathogens, and Practice 2nd Edition, Volumes 1 and 2 Edited by Richard L. Guerrant, David H. Walker, and Peter F. Weller Philadelphia: Churchill Livingstone (Elsevier), 2005 1936 pp. $329.00 (cloth). Clinical Infectious Diseases 44:314-315.
- Note de bas de page 45
-
Mendes E, Pilger D, Nastri A, Malta F, Pascoalino B, D'Albuquerque L, Balan A, Jr L, Durigon E, Carrilho F, et Pinho J. 2019. Sofosbuvir inhibits yellow fever virus in vitro and in patients with acute liver failure. Annals of Hepatology 18.
- Note de bas de page 46
-
Apaydın ÇB, Göktaş F, Naesens L, et Karalı N. 2024. Novel 2-Indolinone Derivatives as Promising Agents against Respiratory Syncytial and Yellow Fever Viruses. Future Medicinal Chemistry 16:295-310.
- Note de bas de page 47
-
Domingo C, Charrel RN, Schmidt-Chanasit J, Zeller H, et Reusken C. 2018. Yellow fever in the diagnostics laboratory. Emerg Microbes Infect 7:129.
- Note de bas de page 48
-
Burke, DS., et Monath, TP. 2001. Flaviviruses. D. M. Knipe, & P. A. Howley (Eds.), (4th ed., pp. 1043-1125). Philadelphia, PA: Lippincott Williams & Wilkins.
- Note de bas de page 49
-
Guzman H, Ding X, Xiao SY, et Tesh RB. 2005. Duration of infectivity and RNA of Venezuelan equine encephalitis, West Nile, and yellow fever viruses dried on filter paper and maintained at room temperature. Am J Trop Med Hyg 72:474-7.
- Note de bas de page 50
-
McGuinness I, Beckham JD, Tyler KL, et Pastula DM. 2017. An Overview of Yellow Fever Virus Disease. Neurohospitalist 7:157-158.
- Note de bas de page 51
-
Agence de la santé publique du Canada. 2023. Vaccin contre la fièvre jaune : Guide canadien d'immunisation. Disponible à https://www.canada.ca/fr/sante-publique/services/publications/vie-saine/guide-canadien-immunisation-partie-4-agents-immunisation-active/page-25-vaccin-contre-fievre-jaune.html
- Note de bas de page 52
-
Hansen CA, et Barrett ADT. 2021. The Present and Future of Yellow Fever Vaccines. Pharmaceuticals (Basel) 14.
- Note de bas de page 53
-
Monath TP. 2008. Treatment of yellow fever. Antiviral Res 78:116-24.
- Note de bas de page 54
-
Cook GC. 1994. Fatal yellow fever contracted at the Hospital for Tropical Diseases, London, UK, in 1930. Trans R Soc Trop Med Hyg 88:712-3.
- Note de bas de page 55
-
Barbosa C, Di Paola N, Cunha M, Rodrigues-Jesus M, Araujo D, Silveira V, Leal F, Mesquita F, Botosso V, Zanotto PMA, Durigon E, Silva M, et Oliveira DBL. 2018. Yellow Fever Virus DNA in Urine and Semen of Convalescent Patient, Brazil. Emerging Infectious Disease journal 24:176.
- Note de bas de page 56
-
Cetron MS, Marfin AA, Julian KG, Gubler DJ, Sharp DJ, Barwick RS, Weld LH, Chen R, Clover RD, Deseda-Tous J, Marchessault V, Offit PA, et Monath TP. 2002. Yellow fever vaccine. Recommendations of the Advisory Committee on Immunization Practices (ACIP), 2002. MMWR Recomm Rep 51:1-11; quiz CE1-4.
- Note de bas de page 57
-
Agence de la santé publique du Canada. 2023. Loi sur les agents pathogènes humains et les toxines (LAPHT) (L.C. 2009, ch. 24).
- Note de bas de page 58
-
ePATHogene – la base de données sur les groupes de risque. 2024. Disponible à https://health.canada.ca/fr/epathogene. [Consulté le 19 juin 2024]
- Note de bas de page 59
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Normes sur le confinement des installations manipulant des phytoravageurs, Agence canadienne d'inspection des aliments (Canada)
- Note de bas de page 60
-
Arthropod Containment Guidelines from the American Committee of Medical Entomology; American Society of Tropical Medicine and Hygiene (USA)