Méthode d’essai biologique : essai sur la fécondation chez les échinides ou oursins globuleux et oursins plats, chapitre 13


Annexe A : Méthodes d’essai biologique et documents d’orientation publiés par l’Unité de l’élaboration et de l’application des méthodes d’Environnement CanadaNote de bas de page 82

A. Méthodes d’essai biologique universelles
Titre de la méthode d’essai ou du document d’orientation Numéro
du rapport
Date
de publication
Modifications
applicables
Essai de létalité aiguë sur la truite arc-en-ciel SPE 1/RM/9 Juillet 1990 Mai 1996 et
mai 2007
Essai de létalité aiguë sur l’épinoche à trois épines (Gasterosteus aculeatus) SPE 1/RM/10 Juillet 1990 Mars 2000
Essai de létalité aiguë sur Daphnia spp. SPE 1/RM/11 Juillet 1990 Mai 1996
Essai de reproduction et de survie du cladocère Ceriodaphnia dubia SPE 1/RM/21
2e édition
Février 2007 --
Essai de croissance et de survie sur des larves de tête-de-boule SPE 1/RM/22
2e édition
Février 2011 --
Essai de toxicité sur la bactérie luminescente Photobacterium phosphoreum SPE 1/RM/24 Novembre 1992 --
Essai d’inhibition de la croissance d’une algue d’eau douce SPE 1/RM/25
2e édition
Mars 2007 --
Essai de toxicité aiguë de sédiments chez des amphipodes marins ou estuariens SPE 1/RM/26 Décembre 1992 Octobre 1998
Essai sur la fécondation chez les échinides (oursins globuleux et oursins plats) SPE 1/RM/27
2e édition
Février 2011 --
Essai de toxicité sur des salmonidés (truite arc- en-ciel) aux premiers stades de leur cycle biologique SPE 1/RM/28
2e édition
Juillet 1998 --
Essai de survie et de croissance des larves dulcicoles de chironomes (Chironomus tentans ou Chironomus riparius) dans les sédiments SPE 1/RM/32 Décembre 1997 --
Essai de survie et de croissance de l’amphipode dulcicole Hyalella azteca dans les sédiments SPE 1/RM/33 Décembre 1997 --
Essai de mesure de l’inhibition de la croissance de la plante macroscopique dulcicole Lemna minor SPE 1/RM/37
2e édition
Janvier 2007 --
Essai de survie et de croissance des vers polychètes spionides (Polydora cornuta) dans les sédiments SPE 1/RM/41 Décembre 2001 --
Essais pour déterminer la toxicité de sols contaminés pour les vers de terre Eisenia andrei, Eisenia fetidaou Lumbricus terrestris SPE 1/RM/43 Juin 2004 Juin 2007
Essai de mesure de la levée et de la croissance de plantes terrestres exposées à des contaminants dans le sol SPE 1/RM/45 Février 2005 Juin 2007
Essai de mesure de la survie et de la reproduction de collemboles exposés à des contaminants dans le sol SPE 1/RM/47 Septembre 2007 --
B. Méthodes de référence Note de table a
Titre de la méthode d’essai ou du document d’orientation Numéro
du rapport
Date
de publication
Modifications
applicables
Méthode de référence pour la détermination de la létalité aiguë d’effluents chez la truite arc-en-ciel SPE 1/RM/13
2e édition
Décembre 2000 Mai 2007
Méthode de référence pour la détermination de la létalité aiguë d’effluents chez Daphnia magna SPE 1/RM/14
2e édition
Décembre 2000 --
Méthode de référence pour la détermination de la létalité aiguë d’un sédiment pour des amphipodes marins ou estuariens SPE 1/RM/35 Décembre 1998 --
Méthode de référence servant à déterminer la toxicité des sédiments à l’aide d’une bactérie luminescente dans un essai en phase solide SPE 1/RM/42 Avril 2002 --
C. Documents d’orientation
Titre de la méthode d’essai ou du document d’orientation Numéro
du rapport
Date
de publication
Modifications
applicables
Document d’orientation sur le contrôle de la précision des essais de toxicité au moyen de produits toxiques de référence SPE 1/RM/12 Août 1990 --
Document d’orientation sur le prélèvement et la préparation de sédiments en vue de leur caractérisation physicochimique et d’essais biologiques SPE 1/RM/29 Décembre 1994 --
Document d’orientation sur la mesure de la précision des essais de toxicité sur sédiment de contrôle dopé avec un produit toxique de référence SPE 1/RM/30 Septembre 1995 --
Guide des essais écotoxicologiques employant une seule espèce et de l’interprétation de leurs résultats SPE 1/RM/34 Décembre 1999 --
Guide des essais de pathogénicité et de toxicité de nouvelles substances microbiennes pour les organismes aquatiques et terrestres SPE 1/RM/44 Mars 2004 --
Document d’orientation sur les méthodes statistiques applicables aux essais d’écotoxicité SPE 1/RM/46 Mars 2005 Juin 2007
Procédure de stabilisation du pH pendant un essai de létalité aiguë d’un effluent d’eau usée chez la truite arc-en-ciel SPE 1/RM/50 Mars 2008 --
Renseignements de base et conseils supplémentaires pour l’étude de la létalité aiguë d’un effluent d’eau usée pour la truite arc-en-ciel -- Mars 2008 --

Annexe B : Membres du Groupe intergouvernemental sur les essais écotoxicologiques (en octobre 2009)

Gouvernement fédéral, Environnement Canada

Suzanne Agius
Section des programmes de protection marine
Gatineau (Qué.)

Adrienne Bartlett
Institut national de recherche sur les eaux
Burlington (Ont.)

Christian Blaise
Centre Saint-Laurent
Montréal (Qué.)

Joy Bruno
Laboratoire des essais environnementaux du Pacifique et du Yukon
North Vancouver (C.-B.)

Craig Buday
Laboratoire des essais environnementaux du Pacifique et du Yukon
North Vancouver (C.-B.)

Ken Doe
Laboratoire des essais environnementaux de l’Atlantique
Moncton (N.-B.)

Garth Elliott
Laboratoire des essais environnementaux des Prairies et du Nord
Edmonton (Alb.)

François Gagné
Recherche sur les écosystèmes fluviaux
Montréal (Qué.)

Patricia Gillis
Direction de la recherche sur l’étude des impacts sur les écosystèmes aquatiques
Burlington (Ont.)

Manon Harwood
Laboratoire des essais environnementaux du Québec
Montréal (Qué.)

Dale Hughes
Laboratoire des essais environnementaux de l’Atlantique
Moncton (N.-B.)

Paula Jackman
Laboratoire des essais environnementaux de l’Atlantique
Moncton (N.-B.)

Nancy Kruper
Laboratoire des essais environnementaux des Prairies et du Nord
Edmonton (Alb.)

Michelle Linssen-Sauvé
Laboratoire des essais environnementaux du Pacifique et du Yukon
North Vancouver (C.-B.)

Danielle Milani
Direction de la recherche sur l’étude des impacts sur les écosystèmes aquatiques
Burlington (Ont.)

Warren Norwood
Direction de la recherche sur la protection des écosystèmes aquatiques
Burlington (Ont.)

Heather Osachoff
Laboratoire des essais environnementaux du Pacifique et du Yukon
North Vancouver (C.-B.)

Joanne Parrott
Direction de la recherche sur la protection des écosystèmes aquatiques
Burlington (Ont.)

Linda Porebski
Section des programmes de protection marine
Gatineau (Qué.)

Juliska Princz
Laboratoires Sciences et technologie
Ottawa (Ont.)

Jessica Rahn
Laboratoires Sciences et technologie
Ottawa (Ont.)

Grant Schroeder
Laboratoires des essais environnementaux du Pacifique et du Yukon
North Vancouver (C.-B.)

Richard P. Scroggins
Laboratoires Sciences et technologie
Ottawa (Ont.)

Rachel Skirrow
Laboratoire des essais environnementaux du Pacifique et du Yukon
North Vancouver (C.-B.)

Troy Steeves
Laboratoire des essais environnementaux de l’Atlantique
Moncton (N.-B.)

David Taillefer
Section des programmes de protection marine
Gatineau (Qué.)

Lisa Taylor (présidente)
Laboratoires Sciences et technologie
Ottawa (Ont.)

Sylvain Trottier
Laboratoire des essais environnementaux du Québec
Montréal (Qué.)

Graham van Aggelen
Laboratoire des essais environnementaux du Pacifique et du Yukon
North Vancouver (C.-B.)

Leana Van der Vliet
Laboratoires Sciences et technologie
Ottawa (Ont.)

Brian Walker
Laboratoire des essais environnementaux du Québec
Montréal (Qué.)

Peter Wells (chercheur émérite)
Service de la conservation de l’environnement
Dartmouth (N.-É.)

Gouvernement fédéral, Pêches et Océans Canada

Robert Roy
Institut Maurice-Lamontagne
Mont-Joli (Qué.)

Gouvernement fédéral, Ressources naturelles Canada

Melissa Desforges
Programme Gestion du risque lié aux écosystèmes Laboratoire des mines et des sciences minérales,
CANMET
Ottawa (Ont.)

Philippa Huntsman-Mapila
Programme Gestion du risque lié aux écosystèmes Laboratoire des mines et des sciences minérales,
CANMET
Ottawa (Ont.)

Morgan King
Programme Gestion du risque lié aux écosystèmes Laboratoire des mines et des sciences minérales,
CANMET
Ottawa (Ont.)

Carrie Rickwood
Programme Gestion du risque lié aux écosystèmes Laboratoire des mines et des sciences minérales,
CANMET
Ottawa (Ont.)

Bernard Vigneault
Programme Gestion du risque lié aux écosystèmes Laboratoire des mines et des sciences minérales,
CANMET
Ottawa (Ont.)

Gouvernement provincial

Richard Chong-Kit
Ministère de l’Environnement de l’Ontario
Etobicoke (Ont.)

Kim Hunter
Ministère de l’Environnement de l’Ontario
Etobicoke (Ont.)

David Poirier
Ministère de l’Environnement de l’Ontario
Etobicoke (Ont.)

Julie Schroeder
Ministère de l’Environnement de l’Ontario
Toronto (Ont.)

Trudy Watson-Leung
Ministère de l’Environnement de l’Ontario
Etobicoke (Ont.)

Établissements privés de recherche/autres

Christian Bastien
Centre d’expertise en analyse environnementale du Québec
Ste-Foy (Qué.)

Barbara Bayer
Manitoba Technology Centre, ALS Laboratory
Winnipeg (Man.)

Mary Moody
Saskatchewan Research Council
Saskatoon (Sask.)

Jim Somers
Conseil canadien des normes
Ottawa (Ont.)

Annexe C : Administration centrale et bureaux régionaux d’Environnement Canada

Administration centrale
351, boulevard Saint-Joseph
Place Vincent-Massey
Gatineau (Qué.)
K1A 0H3

Région de l’Atlantique
Queen Square, 15e étage
45, chemin Alderney
Dartmouth (N.-É.)
B2Y 2N6

Région du Québec
105, rue McGill, 8e étage
Montréal (Qué.)
H2Y 2E7

Région de l’Ontario
4905, rue Dufferin, 2e étage
Downsview (Ont.) M3H 5T4

Région des Prairies et du Nord
Twin Atria no2, Bureau 210,
4999, 98e Avenue
Edmonton (Alb.)
T6B 2X3

Région du Pacifique et du Yukon
401, rue Burrard
Vancouver (C.-B.)
V6C 3S5

Annexe D : Examen des différentes méthodes employées précédemment par des auteurs et organismes dans des essais sur la fécondation chez les oursins globuleux et les oursins plats

L’examen se fonde sur les documents dont disposaient les auteurs en mars 1992. On a omis les éléments suivants des méthodes parce qu’ils sont communs à tous les essais ou parce qu’ils pourraient facilement être adaptés à toutes les méthodes examinées ci-après.

  1. Essais sans renouvellement - Tout le processus d’exposition et de fécondation a été réalisé dans de petits récipients, sans renouvellement des solutions.
  2. Substance d’essai - Toutes les méthodes conviendraient à l’essai de substances chimiques à l’état pur, de préparations, d’eaux usées ou d’échantillons d’eau de mer, en ajustant la salinité comme il est de pratique courante dans les méthodes examinées.
  3. Paramètres - Le paramètre habituel est l’inhibition de la fécondation par rapport au témoin. Toutes les méthodes semblent convenir à l’estimation de la CIpet de la CSEO/CMEO au moyen des techniques statistiques courantes.

Détails au sujet des auteurs, des organismes ou des méthodes.

Beak, 1988. Société canadienne d’experts-conseils (v. Références).

EVS, 1989. Société canadienne d’experts-conseils (v. Références).

MECB, 1990. Ministère de l’Environnement de la Colombie-Britannique, qui comprend van Aggelen, 1988.

GITA, 1991. Comprend cette source et Jonczyk et coll., 1991.

Dinnel et coll., 1987. Avec ses collaborateurs, Dinnel constitue une école ou propose une approche importante pour les essais avec des échinides.

USEPA, 1988. Fait partie des méthodes publiées par le bureau de Cincinnati de l’USEPA.

ASTM, 1990. Sous-comité chargé d’élaborer une méthode normalisée. Président : G.A. Chapman.

NCASI, 1991, 1992. Groupe de chercheurs parrainé par l’industrie des pâtes et papiers (v. Références).

USEPA (Pac. 91). Figure dans les Références, sous Chapman (1991). Méthode élaborée sur la côte du Pacifique aux fins des comparaisons interlaboratoire, qui a inspiré les documents des consultants des États-Unis (v. ci-après).

USEPA (Pac. 92). Figure dans les Références, sous Chapman (1992a). Méthode provisoire de l’USEPA élaborée sur la côte du Pacifique.

Kobayashi, 1971. Présente les premières méthodes employées par ce chercheur prolifique.

Kobayashi, 1984. Présente un synopsis des méthodes ultérieures employées par ce chercheur.

S. Calif. Project. Organisme régional de recherches sur la pollution. Figure dans les références sous Oshida et coll. (1981).

Nacci et coll., 1986. Publication citée par d’autres auteurs comme source de méthodes.

Cherr et coll., 1987. Auteurs du Bodega Marine Laboratory.

BML, 1991. Bodega Marine Laboratory de l’Université de Californie (v. Références).

ERCEES, 1990. Société d’experts-conseils de Californie (v. Références).

MECAS, 1990. Société d’experts-conseils de Californie (v. Références).

NWAS, 1990. Société d’experts-conseils de la côte Ouest des États-Unis (v. Références).

L’ordre de présentation de l’information est le suivant : 1) laboratoires au Canada; 2) principaux comités, organismes gouvernementaux, laboratoires et établissements d’enseignement (tous aux États-Unis); 3) sociétés d’experts-conseils et principaux auteurs. On a négligé les méthodes détaillées de Pagano et coll. parce que leur description n’était pas conforme aux exigences.

Abréviations apparaissant dans les tableaux de la présente annexe :
eau t/d = eau témoin/de dilution
NI = non indiqué
OG = oursin globuleux
OP = oursin plat
UV = rayons ultraviolets

1. Espèces et disponibilité des adultes
Document Espèces et information sur l’endroit, le prélèvement et la période du frai
Beak, 1988 Lytechinus pictus, oursin de Californie; achat; fraie toute l’année Strongylocentrotus droebachiensis, oursin vert; côtes atlantique, pacifique et arctique du Canada; réputé frayer de mars à avril
EVS, 1989 S. purpuratus, oursin violet du Pacifique; prélèvement dans des lieux non contaminés ou achat; fraie de décembre à mars
S. droebachiensis, comme ci-dessus
S. franciscanus, oursin rouge; océan Pacifique; fraie en avril et en mai Dendraster excentricus, clypéastre excentrique du Pacifique; réputé frayer à la fin du printemps et en été
MECB, 1990 D. excentricus; comme ci-dessus, mais réputé frayer de juin à novembre
GITA, 1991 S. droebachiensis, comme ci-dessus, mais fraie de février à mars ou avril
L. pictus, comme ci-dessus
Dinnel et coll., 1987 S. purpuratus, mâles laités et femelles œuvées de décembre à mars, mais plus longtemps en laboratoire
S. droebachiensis, comme ci-dessus, mâles laités et femelles œuvées de janvier à avril, mais plus longtemps en laboratoire
S. franciscanus, comme ci-dessus
D. excentricus, comme ci-dessus; mâles laités et femelles œuvées de mai à octobre
USEPA, 1988 Arbacia punctulata, oursin violet de l’Atlantique; peut être acheté
ASTM, 1990 A. punctulata, comme ci-dessus
D. excentricus, comme ci-dessus
S. purpuratus, comme ci-dessus
S. droebachiensis, comme ci-dessus; d’autres espèces peuvent être utilisées, au besoin
NCASI, 1991, 1992 D. excentricus, comme ci-dessus; fraie toute l’année, sauf de la fin décembre à la fin janvier, en modifiant les conditions de maintien en laboratoire
S. purpuratus, fraie de janvier à juin en laboratoire
S. droebachiensis, comme ci-dessus; aussi, de janvier à juin en laboratoire
USEPA (Pac. 91) S. droebachiensis, comme ci-dessus
USEPA (Pac. 92) S. purpuratus, comme ci-dessus
Kobayashi, 1971 Hemicentrotus pulcherrimus, un oursin du Japon; fraie de janvier à mars
Anthocidaris crassispina, un oursin du Japon; fraie de mai à août
Temnopleurus toreumaticus, un oursin du Japon; fraie de juillet à octobre
Pseudocentrotus depressus, un oursin du Japon; fraie d’octobre à novembre
Kobayashi, 1984 Identique à Kobayashi, 1971, sauf pour l’espèce non mentionnée T. toreumaticus
S. Calif. Project S. purpuratus, comme ci-dessus; prélèvement à la main
Nacci et coll., 1986 A. punctulata, comme ci-dessus
Cherr et coll., 1987 S. purpuratus, comme ci-dessus
BML, 1991 S. purpuratus, comme ci-dessus
ERCEES, 1990 S. purpuratus, comme ci-dessus; prélèvement ou achat
A. punctulata, comme ci-dessus; prélèvement ou achat
Lytechinus sp., comme ci-dessus; prélèvement ou achat
D. excentricus, comme ci-dessus; prélèvement ou achat
MECAS, 1990 NI
NWAS, 1990 S. purpuratus, comme ci-dessus
D. excentricus, comme ci-dessus; achat au besoin
2. Maintien des adultes en laboratoire
Document Durée Eau Alimentation
Beak, 1988 5 jours eau de mer reconstituée laitue romaine?
OG : macroalgues
EVS, 1989 ≤9 semaines eau de mer courante à raison de 0,1 L/min par plateau peu profond ou en conditions statiques avec remplacement mensuel OG : macroalgues brunes
OP : zostère
MECB, 1990 NI eau de mer courante non filtrée OP : non alimentés
GITA, 1991 ≥7 jours Oursin vert : eau de mer courante
Oursin blanc : eau de mer reconstituée
Oursin vert : macroalgues brunes
Oursin blanc : varech ou laitue romaine
Dinnel et coll., 1987 NI eau de mer courante filtrée recirculation avec filtre OG : macroalgues
OP : plancton et détritus
USEPA, 1988 NI eau de mer filtrée, 5 L/min, pour un réservoir de 20 L contenant 20 adultes ou eau de mer reconstituée et recirculée OG : varech ou laitue romaine
ASTM, 1990 NI eau de mer reconstituée ou eau de mer non filtrée OG : macroalgues et laitue romaine
OP : microalgues
NCASI, 1991, 1992 NI eau de mer non filtrée, 1-2 L/min pour un réservoir de 160 L OP : algues cultivées et nourriture en flocons
OG : macroalgues, laitue romaine
USEPA (Pac. 91) NI NI NI
USEPA (Pac. 92) NI eau de mer filtrée, 5 L/min, ou eau de mer reconstituée et recirculée varech ou laitue romaine
Kobayashi, 1971 ≤2 jours NI NI
Kobayashi, 1984 ≤2 jours NI NI
S. Calif. Project NI eau de mer recirculée algues brunes
Nacci et coll., 1986 NI NI NI
Cherr et coll., 1987 NI eau de mer courante macroalgues
BML, 1991 NI NI NI
ERCEES, 1990 NI eau de mer remplacée chaque semaine algue géante
MECAS, 1990 0-2 jours eau de mer courante NI
NWAS, 1990 jours/mois eau de mer courante ou partiellement recirculée OG : varech ou laitue
OP : plancton et détritus
3. Conditions de maintien des adultes
Document Espèces Température
(°C)
Salinité
(g/kg)
Oxygène
(% sat.)
Éclairage
Beak, 1988 Lytechinus anamesus 15 30 NI NI
EVS, 1989 différentes espèces d’OG ~10 28 pierres de barbotage obscurité constante
EVS, 1989 D. excentricus 15 28 pierres de barbotage photopériode
MECB, 1990   NI 27-30 NI NI
GITA, 1991 S. droebachiensis 9 30 NI NI
GITA, 1991 L. pictus 15 30 NI NI
Dinnel et coll., 1987 Strongylocentrotus naturelle      
Dinnel et coll., 1987 D. excentricus de saison ≥27 NI NI
USEPA, 1988 A. punctulata 15 ± 3 30 NI NI
ASTM, 1990 Strongylocentrotus 8-10 25-35 50-100 % NI
ASTM, 1990 D. Excentricus 12-14 25-35 50-100 % NI
ASTM, 1990 A. punctulata 15 25-35 50-100 % intense
NCASI, 1991, 1992 Strongylocentrotus,
D. excentricus
7-14 NI NI ambiant
USEPA (Pac. 91) S. purpuratus NI NI NI NI
USEPA (Pac. 92) S. purpuratus 12 (10-14) >30 (idéal. 32) NI NI
Kobayashi, 1971   NI NI NI NI
Kobayashi, 1984   NI NI NI NI
S. Calif. Project S. purpuratus 12 NI NI NI
Nacci et coll., 1986   NI NI NI NI
Cherr et coll., 1987   NI NI NI NI
BML, 1991   NI NI NI NI
ERCEES, 1990   NI NI NI NI
MECAS, 1990   12 NI NI NI
NWAS, 1990 S. purpuratus,
D. excentricus
10 ± 2 ≥25 NI 12 h de clarté
12 h d'obscurité
4. Eau témoin/de dilution
Document Eau et traitement recommandés
Beak, 1988 eau désionisée et sels de mer
EVS, 1989 eau de mer non contaminée, filtrée (pores de 1 µm); stérilisation aux UV facultative
MECB, 1990 eau de mer
GITA, 1991 eau désionisée et sels de mer ou eau de mer filtrée (pores de 0,45 µm)
Dinnel et coll., 1987 eau de mer filtrée (pores de 5 µm) (charbon activé facultatif) ou recirculation avec filtre
USEPA, 1988 eau désionisée et sels de mer ou saumure; eau de mer comme témoin supplémentaire possible
ASTM, 1990 eau reconstituée avec des sels de mer ou une préparation, filtrée (pores de 0,45 µm), matières organiques totales et total des solides en suspension :
≤5 mg/L; stérilisation aux UV lorsque des pathogènes sont probables; taux de fécondation requis de 70 % lorsque les spermatozoïdes sont maintenus dans l’eau pendant 1 h
NCASI 1991, 1992 eau de mer filtrée (pores de 1 µm), stérilisée aux UV, aérée et conservée 0 h
USEPA (Pac. 91) eau de mer filtrée (pores de 1 µm)
USEPA (Pac. 92) eau de mer naturelle ou reconstituée, de préférence avec de la saumure
Kobayashi, 1971 NI; probablement de l’eau de mer
Kobayashi, 1984 NI; probablement de l’eau de mer
S. Calif. Project NI
Nacci et coll., 1986 saumure préparée avec de l’eau de mer et diluée avec de l’eau distillée pour obtenir une salinité de 30 g/kg
Cherr et coll., 1987 eau de mer filtrée (pores de 0,45 µm)
BML, 1991 eau de mer filtrée et stérilisée aux UV
ERCEES, 1990 eau de mer renouvelée chaque semaine et filtrée (pores de 20 µm et 5 µm)
MECAS, 1990 eau de mer filtrée (pores de 0,45 µm)
NWAS, 1990 eau de mer non filtrée, ajustée avec de l’eau désionisée pour obtenir une salinité de 32 g/kg
5. Température et salinité pendant l’essai
Document Température (°C) Salinité (g/kg) et méthode d’ajustement
Beak, 1988 20 ± 1 30 ± 2
EVS, 1989 15 ajustée avec des sels jusqu’à une salinité non précisée, lorsque l’essai porte sur des échantillons d’eau de mer; non ajustée lorsque l’essai porte sur des échantillons d’eau douce
MECB, 1990 10 NI
GITA, 1991 20 ± 1 30 ± 2
Dinnel et coll., 1987 OG : 8-10
OP : 12-16
30 ± 3, ajustée avec des sels de mer ou de l’eau désionisée
USEPA, 1988 20 ± 1 30 ± 2, salinité de l’effluent ajustée au besoin
ASTM, 1990 12, mais 20 pour A. punctulata, et ≤2 °C d’écart entre les récipients >25 et <32, à 1 g/kg près du témoin; salinité recommandée de 30; ajustée avec de la saumure ou des sels
NCASI 1991, 1992 12 30; salinité des solutions d’essai ajustée avec de la saumure ou des sels
USEPA (Pac. 91) 12 32 ± 1
USEPA (Pac. 92) 12 ± 1 32 ± 2, salinité des échantillons ajustée à 32
Kobayashi, 1971 NI NI; salinité des échantillons de faible salinité ajustée avec de la saumure ou par ébullition
Kobayashi, 1984 NI NI
S. Calif. Project NI NI; apparemment non ajustée; salinité de 31-32,6 pour certains essais
Nacci et coll., 1986 NI NI
Cherr et coll., 1987 NI NI
BML, 1991 15 32; salinité des échantillons et de l’eau ajustée au besoin
ERCEES, 1990 « appropriée » NI; ajustée avec de la saumure ou de l’eau désionisée au besoin
MECAS, 1990 12 ± 1 30 ± 2; salinité des solutions d’essai ajustée avec de la saumure ou de l’eau de source
NWAS 12 ± 1 32 ± 2; salinité des échantillons ajustée avec de la saumure au besoin
6. Oxygène dissous et éclairage pendant l’essai
Document IOD au début (% de saturation) et ajustement Éclairage
Beak, 1988 NI éclairage normal du laboratoire, flux nominal de 1 100 lux
EVS, 1989 aération suffisante pour obtenir une teneur acceptable NI
MECB, 1990 NI NI
GITA, 1991 NI éclairage normal du laboratoire, flux nominal de 1 100 lux
Dinnel et coll., 1987 NI NI
USEPA, 1988 NI éclairage normal du laboratoire, flux nominal de 540-1 080 lux
ASTM, 1990 90-100% dans l’eau t/d NI
NCASI, 1991, 1992 NI éclairage normal du laboratoire, à fluorescence
USEPA (Pac. 91) NI NI
USEPA (Pac. 92) NI éclairage normal du laboratoire, flux nominal de 540-1100 lux
Kobayashi, 1971, 1984 NI NI
S. Calif. Project non contrôlé NI
Nacci et coll., 1986 NI NI
Cherr et coll., 1987 NI NI
BML, 1991 NI NI
ERCEES, 1990 NI NI
MECAS, 1990 NI NI
NWAS, 1990 NI éclairage normal du laboratoire; aucune photopériode requise
7. Concentration des ions hydrogène au début de l’essai
Document pH de l’eau d’essai, à moins d’indication contraire, et ajustement
Beak, 1988 NI
EVS, 1989 pH de l’échantillon ajusté à 7,5 au besoin; NI pour le pH de l’eau d’essai
MECB, 1990 NI
GITA, 1991 NI
Dinnel et coll., 1987 pH ajusté au besoin; niveaux non mentionnés
USEPA, 1988 NI
ASTM, 1990 7,8-8,1 pour l’oursin violet du Pacifique et « analogue » pour les autres espèces; pH de l’eau t/d ajusté
NCASI, 1991, 1992 NI
USEPA (Pac. 91) 8,1 ± 0,1 pour l’eau t/d
USEPA (Pac. 92) NI
Kobayashi, 1971, 1984 NI
S. Calif. Project non contrôlé; pH moyen de 7,8-7,9 dans certains essais
Nacci et coll., 1986 NI
Cherr et coll., 1987 NI
BML, 1991 8,0; pH de l’échantillon et de l’eau t/d ajusté au besoin; stabilisation du pH
ERCEES, 1990 NI
MECAS, 1990 8,0 ± 0,2; pH des solutions d’essai ajusté au besoin
NWAS, 1990 8.0
8. Volume d’eau d’essai, récipients et nombre de répétitions
Document Volume (mL) Récipient Répétitions (mL)
Beak, 1988 5 flacons à scintillation de 20 mL, jetables 4
EVS, 1989 10 tubes à essai (16 × 150 mm) avec bouchon 3
MECB, 1990 2 tubes en verre borosilicaté, jetables 3
GITA, 1991 5 flacons à scintillation de 20 mL, jetables 3
Dinnel et coll., 1987 10 tubes à essai en verre borosilicaté (16 × 100 mm) jetables et non nettoyés ≥3
USEPA, 1988 5 flacons à scintillation de 20 mL, jetables ≥3, (habituellement 4)
ASTM, 1990 NI flacons en verre de 15-22 mL ou autre 4 recommandées (habituellement ≥3)
NCASI, 1991, 1992 2 tubes à culture en verre borosilicaté (13 × 100 mm), jetables 4
USEPA (Pac. 91) 5 tubes en verre borosilicaté (16 × 100 mm) 3
USEPA (Pac. 92) 5 tubes à essai en verre (16 × 100/125 mm), jetables ≥3
Kobayashi, 1971 NI rince-doigts en verre de 5 cm de diamètre, 3 cm de profondeur NI
Kobayashi, 1984 NI rince-doigts en verre, rempli du milieu d’essai NI
S. Calif. Project 50 (sperme) gobelet en polypropylène NI
S. Calif. Project 900 (œufs) bécher de 1 L NI
Nacci et coll., 1986 10 flacons en verre NI
Cherr et coll., 1987 2 tubes à culture borosilicatés (13 × 100 mm) NI
BML, 1991 2 NI 3
ERCEES, 1990 10 flacons à scintillation de 20 mL 4
MECAS, 1990 5 flacons à scintillation de 25 mL ≥3
NWAS, 1990 10 tubes à culture borosilicatés (18 × 150 mm) 4
9. Exposition du sperme, exposition du sperme et des œufs, témoins
Document Exposition du sperme Exposition du sperme et des œufs Témoins
Beak, 1988 60 min 60 min 4, eau t/d
EVS, 1989
OG : 30 min
OP : 60 min
20 min
20 min
3, eau t/d; échantillons d’eau douce et témoins en double de la salinité préparés avec de l’eau distillée; concentrations identiques aux concentrations de l’échantillon
MECB, 1990 10 min 10 min 3, eau de mer
GITA, 1991 60 min 20 min 3, eau t/d
Dinnel et coll., 1987 60 min 20 min ≥3, eau t/d
USEPA, 1988 60 min 20 min ≥3, eau t/d (habituellement 4)
ASTM, 1990 60 min 20 min eau t/d; témoin du solvant, le cas échéant
NCASI, 1991, 1992 10 min 10 min 4, eau t/d
USEPA (Pac. 91) 20, 60 min 20, 60 min divers témoins pour évaluer les différentes méthodes à expérimenter dans cette étude comparative
USEPA (Pac. 92) 60 min 20 min ≥3, eau t/d; œufs non fécondés dans l’eau t/d et à concentration élevée; témoins facultatifs de l’eau de mer et de l’eau réceptrice; témoins de la salinité lorsque la salinité des échantillons est de <30 g/kg ou de >34 g/kg
Kobayashi, 1971 aucune exposition; spermatozoïdes et œufs soumis ensemble à une exposition de 3 min pour mesurer le taux de fécondation oui; on suppose qu’il s’agit d’eau t/d
Kobayashi, 1984 NI; on suppose que les spermatozoïdes et les œufs sont soumis ensemble à une exposition de 3 min pour mesurer le taux de fécondation; dans le cas de gamètes « âgés », exposition préalable des spermatozoïdes à la solution d’essai pendant 5 min et exposition préalable des œufs pendant plusieurs heures NI
S. Calif. Project 15 min exposition préalable des œufs pendant 30 min, puis 15 min avec les spermatozoïdes 4, eau de mer et témoins de la salinité correspondant aux concentrations de l’effluent
Nacci et coll., 1986 60 min 20 min NI
Cherr et coll., 1987 10 min 10 min oui; détails non mentionnés
BML, 1991 10 min 10 min NI; on suppose qu’il s’agit d’eau t/d
ERCEES, 1990 60 min 20 min NI; on suppose qu’il s’agit de 4 témoins d’eau t/d
MECAS, 1990 NI NI ≥3, eau de mer
NWAS, 1990 60 min 20 4, eau t/d
10. Stimulation du frai et collecte des gamètes
Document Stimulus Collecte
Beak, 1988 0,5 mL de KCl 0,5 M 5 mm d’eau de mer dans des boîtes de Petri
EVS, 1989 0,5 mL de KCl 0,5 M (2e injection au besoin) eau t/d dans un bécher de 150 mL
MECB, 1990 OG : 1,0 mL de KCl 0,5 M
OP : 0,5 mL de KCl 0,5 M
comme ci-dessus
eau de mer à 10 °C dans un bécher de 250 mL
GITA, 1991 0,5 mL de KCl 0,5 M 5 mm d’eau de mer dans des boîtes de Petri
Dinnel et coll., 1987 OG : 1,0 mL de KCl 0,5 M
OP : 0,5 mL de KCl 0,5 M
eau de mer dans un bécher de 100 mL
USEPA, 1988 12 V c.c. pendant 30 s bol contenant peu d’eau t/d et seringue
ASTM, 1990 pour la plupart des espèces, 0,5-1,0 mL de KCl
0,5 M et 2e injection après 10 min si le frai ne se produit pas; pour A. punctulata, 12 V c.c.
eau de mer dans un petit bécher
NCASI, 1991, 1992 OG : 1,0 mL de KCl 0,5 M
OP : 0,5 mL de KCl 0,5 M
collecte avec une pipette et transfert dans des tubes à 12 °C; eau t/d dans un bécher de 50 mL (OG : bécher de 100 mL)
USEPA (Pac. 91) 0,5-1,0 mL de KCl 0,5 M et 2e injection au besoin eau t/d dans un bécher de 100-mL
USEPA (Pac. 92) 0,5 mL de KCl 0,5 M et 2e injection au besoin pour les œufs, eau t/d dans un bécher de 100 mL; sperme prélevé à sec
Kobayashi, 1971 injection de KCl pour les ♀ gonades enlevées; sperme prélevé à sec exposé à l’eau de mer
Kobayashi, 1984 « méthode du KCl » NI
S. Calif. Project 0,5 mL de KCl 0,5 M pour les œufs, eau de mer, dans un bécher de 100 mL; sperme prélevé à sec avec une pipette et transféré dans des tubes à <5 °C
Nacci et coll., 1986 électricité NI
milieu humide (♂), prélèvement avec une pipette et dépôt dans des flacons sur de la glace
Cherr et coll., 1987 0,5 mL de KCl 0,5 M eau de mer dans un bécher de 50 mL
BML, 1991 0,5-1,0 mL de KCl 0,5 M agitation et transfert dans un rince- doigts avec de l’eau de mer (♀)
ERCEES, 1990 0,5 mL de KCl 0,5 M dans un petit bécher, collecte à sec du sperme et dans l’eau pour les œufs
MECAS, 1990 0,5 mL de KCl 0,5 M et 2e injection après 5 min au besoin pour les œufs, transfert dans un bécher de 100 mL contenant 20 mL d’eau; collecte à sec du sperme avec une seringue et transfert dans un flacon sur de la glace
NWAS, 1990 OG : 1,0 mL de KCl 0,5 M
OP : 0,5 mL de KCl 0,5 M
dans un bécher vide de 100 mL, collecte des œufs dans l’eau t/d froide; collecte à sec du sperme avec une pipette et transfert dans un tube à essai refroidi
11. Conservation des gamètes
Document Conditions et restrictions
Beak,1988 sperme composite provenant de plusieurs mâles
EVS, 1989 OG : conservation du sperme sur de la glace; œufs rincés 3 fois; mélange des gamètes ♂ et ♀
MECB, 1990 sperme composite de ≥2 mâles; utilisé dans ≤4 h; entreposage des œufs pendant ≤24 h
GITA, 1991 sperme composite, conservé sur de la glace et utilisé dans ≤20 min; œufs provenant de 4 spécimens
Dinnel et coll., 1987 l’activation de sperme pendant ≤1,5 h n’a pas eu d’effet sur l’essai; œufs rincés 3 fois; combinaison facultative
USEPA, 1988 sperme utilisé dans <1 h, conservé sur de la glace; œufs conservés pendant plusieurs heures à la température ambiante
ASTM, 1990 sperme conservé pendant plusieurs heures dans l’eau de mer fraîche; se conserve « au sec » et au froid de nombreuses heures; œufs rincés 2-3 fois; sperme conservé dans des récipients distincts, utiliser le test des cubes pour l’essai et la combinaison
NCASI, 1991, 1992 sperme utilisé dans ≤1 h; œufs, normalement dans ≤2 h; conservation à 12 °C
USEPA (Pac. 91) collecte pendant ≤30 min; œufs rincés 2 fois; combinaison du sperme
USEPA (Pac. 92) collecte pendant ≤30 min; œufs rincés 2 fois; conservation dans l’eau à concentration normalisée; conservation du sperme dans des flacons distincts sur de la glace et utilisation dans ≤4 h
Kobayashi, 1971 utilisation dans ≤1 h
Kobayashi, 1984 utilisation des gamètes dans ≤1 h; œufs rincés plusieurs fois
S. Calif. Project sperme prélevé « à sec » gardé à <5 °C; mélange des œufs de six ♀; 2 rinçages
Nacci et coll., 1986 NI
Cherr et coll., 1987 conservation des gamètes sur de la glace pendant ≤2 h
BML, 1991 œufs et sperme (prélevé « à sec ») conservés dans des flacons sur de la glace; œufs rincés 2 fois
ERCEES, 1990 combinaison du sperme et combinaison des œufs
MECAS, 1990 sperme prélevé « à sec » transféré dans des flacons et conservé sur de la glace; œufs rincés 2 fois; conservation dans l’obscurité à 12 °C
NWAS, 1990 conservation du sperme prélevé « à sec » dans des tubes réfrigérés; œufs rincés 2 fois et utilisation à l’état frais
12. Nombre de gamètes par récipient d’essai et rapport spermatozoïdes:œufs
Document Spermatozoïdes par récipient Œufs par récipient Rapport spermatozoïdes:œufs
Beak, 1988 7 ou 5 millions? 2 000 2 500:1 ou 3 500:1?
EVS, 1989 OG : 4 millions 2 000 2 000:1
EVS, 1989 OP : 2,4 millions 2 000 1 200:1
MECB, 1990 NI 500 NI
GITA, 1991 ~5 millions 2 000 ~2 500:1
Dinnel et coll., 1987 quantités variables 2 000 déterminer le rapport approprié; habituellement 200:1 pour S. purpuratus, 1 000:1 pour l’oursin rouge, 2 000:1 pour l’oursin vert, 1 200:1 pour D. excentricus
USEPA, 1988 5 millions 2 000 2 500:1
ASTM ,1990 quantité empirique pour obtenir un taux de fécondation de 70-90 % 200/mL de solution d’essai habituellement 200:1 pour S. purpuratus, 1 200:1 pour D. excentricus et 2 000-2 500:1 pour les autres espèces
NCASI, 1991, 1992 OP : 20 000-60 000
OG : quantité empirique
500
400
40:1-120:1
déterminer le rapport approprié
USEPA (Pac. 91) quantités variables 1 120? différents rapports pour comparer différentes méthodes
USEPA (Pac. 92) 560 000 1 120 500:1 (rapport fixe)
Kobayashi, 1971 NI NI NI
Kobayashi, 1984 NI NI NI
S. Calif. Project NI (1,2 mL de préparation étalon) 31 500 NI
Nacci et coll., 1986 0,1 million 1 000 100:1 (1 000:1, selon les auteurs)
Cherr et coll., 1987 0,5 million 500 1 000:1
BML, 1991 NI (0,1 mL de sperme « sec ») NI (0,1 mL) 1 000:1
ERCEES, 1990 quantité empirique 2 000 déterminer le rapport approprié
MECAS, 1990 1 million? quantité empirique déterminer le rapport approprié pour obtenir un taux de fécondation de 70-90 %
NWAS, 1990 quantité empirique 2000 déterminer le rapport approprié pour obtenir un taux de fécondation de 70-90 %; habituellement, rapports de 200-2 000:1
13. Correction des résultats en fonction du taux de fécondation chez les témoins Note de table a.1
Document Méthode d’ajustement
Beak, 1988 formule d’Abbott
EVS, 1989 formule d’Abbott
MECB, 1990 formule d’Abbott
GITA, 1991 formule d’Abbott:Note de table b A = (O - T) × (100) / (100 - T)
Dinnel et coll., 1987 formule d’Abbott
USEPA, 1988 formule d’Abbott
ASTM, 1990 « taux de fécondation ajusté » : AF = 100 × OF/TFNote de table b [les symboles ont changé, mais cette formule donne le même résultat que la formule d’Abbott, calculée cette fois pour la fécondation]
NCASI, 1991, 1992 NI
USEPA (Pac. 91) NI
USEPA (Pac. 92) comme dans USEPA (1988)
Kobayashi, 1971 NI
Kobayashi, 1984 NI
S. Calif. Project la CI50 n’est pas mentionnée comme étant une statistique à évaluer
Nacci et coll., 1986 NI
Cherr et coll., 1987 « normalisée » pour les taux de fécondation chez les témoins; méthode non indiquée
BML, 1991 NI
ERCEES, 1990 NI
MECAS, 1990 NI
NWAS, 1990 formule d’Abbott
14. Exigences concernant la validité de l’essai
Document Taux de fécondation chez les témoins (%) Autres exigences
Beak, 1988 NI  
EVS, 1989 NI  
MECB, 1990 NI  
GITA, 1991 NI  
Dinnel et coll., 1987 ≥50  
USEPA, 1988 ≥70 (un taux de >90 pourrait masquer la toxicité)  
ASTM, 1990 ≥50; taux souhaitable : 70-90; taux idéal 80-95  
NCASI, 1991, 1992 taux acceptable : 50-100; taux préférable : 50-90  
USEPA (Pac. 91) taux souhaitable : 80-95  
USEPA (Pac. 92) taux de fécondation ≥50 chez les témoins; la concentration des spermatozoïdes ne devrait pas être de >2 fois supérieure ou inférieure à celle de la concentration d’essai; essentiellement, fécondation nulle dans les témoins contenant uniquement des œufs (eau t/d et effluent)  
Kobayashi, 1971 NI  
Kobayashi, 1984 prétest : ≥85 (« gamètes âgés » :≥91) la membrane doit se soulever dans les 3 min qui suivent la fécondation
S. Calif. Project NI  
Nacci et coll., 1986 ≥60m, ≤90  
Cherr et coll., 1987 NI  
BML, 1991 NI  
ERCEES, 1990 ≥70, ≤90 courbe dose-effet positive et logique; l’essai a satisfait aux exigences physicochimiques
MECAS, 1990 NI  
NWAS, 1990 ≥70, ≤90  
15. Toxique de référence
Document Substance chimique Exigé? Type d’essai ou paramètreNote de table a.2
Beak ,1988 NI    
EVS, 1989 dodécyl sulfate de sodium oui dans les essais de répétition, 5 concentrations de 1,0-10 mg/L
MECB, 1990 NI    
GITA, 1991 chlorure de cadmium non  
Dinnel et coll., 1987 argent non  
USEPA, 1988 sulfate de cuivre oui pour chaque lot de gamètes
ASTM, 1990 NI non « pourrait mesurer la sensibilité d’un frai »
NCASI, 1991, 1992 NI    
USEPA (Pac. 91) cuivre non?  
USEPA (Pac. 92) cuivre, dodécyl sulfate de sodium ou autre toxique oui dans chaque série d’essais
Kobayashi, 1971 NI    
Kobayashi, 1984 NI    
S. Calif. Project NI    
Nacci et coll., 1986 NI    
Cherr et coll., 1987 azoture de sodium non  
BML, 1991 NI    
ERCEES, 1990 NI    
MECAS, 1990 NI    
NWAS, 1990 azoture de sodium oui en parallèle avec l’essai principal

Annexe E : Bibliographie - Articles et documents supplémentaires se rapportant directement à l’essai canadien sur la fécondation chez les échinides

La présente liste pourrait être utile aux laboratoires qui désirent consulter une plus vaste gamme d’ouvrages relatifs aux essais avec des échinides. Beaucoup de ces documents contiennent des données sur les concentrations de divers polluants qui sont toxiques pour les gamètes d’échinides, ou comparent les résultats sur d’autres stades de développement ou d’autres organismes. Certaines notes ont été ajoutées entre crochets.

Adams, J.A., « Effect of PCB (Aroclor 1254) on Early Development and Mortality in Arbacia Eggs », Water Air Soil Pollut., 20(1):1-6 (1983).

Allen, H., « Effects of Petroleum Fractions on the Early Development of a Sea Urchin », Mar. Pollut. Bull., 2:138-140 [développement embryonnaire plus sensible que la fécondation] (1971).

ASTM (American Society for Testing and Materials), Proposed Standard EXXX for Conducting Static Acute Toxicity Tests with Echinoid Embryos, version provisoire no 1, ASTM Subcommittee of E-47.01 on Aquatic Toxicology, Philadelphie (PA) [prés. : P.A. Dinnel, Ph. D., Fisheries Res. Inst., Univ. Washington, Seattle (WA)] [l’essai de 48-96 h porte sur le développement embryonnaire] (1991).

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Bay, S.M., P.S. Oshida et K.D. Jenkins, « A Simple New Bioassay Based on Echinochrome Synthesis by Larval Sea Urchins », Mar. Environ. Res., 8:29-39 (1982).

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Bougis, P., M.C. Corre et M. Étienne, « Sea Urchin Larvae as a Tool for Assessment of the Quality of Sea-water », Ann. Inst. Oceanogr. (Paris), 55:21-26 (1979).

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Annexe F : Séries logarithmiques de concentrations convenant aux essais toxicologiquesNote de bas de page 83

Colonne (nombre de concentrations comprises entre 100 et 10, ou entre 10 et 1) Note de bas de page 84
1 2 3 4 5 6 7
100 100 100 100 100 100 100
32 46 56 63 68 72 75
10 22 32 40 46 52 56
3.2 10 18 25 32 37 42
1.0 4.6 10 16 22 27 32
  2.2 5.6 10 15 19 24
  1.0 3.2 6.3 10 14 18
    1.8 4.0 6.8 10 13
    1.0 2.5 4.6 7.2 10
      1.6 3.2 5.2 7.5
      1.0 2.2 3.7 5.6
        1.5 2.7 4.2
        1.0 1.9 3.2
          1.4 2.4
          1.0 1.8
            1.3
            1.0

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