Méthode d’essai biologique servant à mesurer la survie de collemboles exposés à des contaminants dans le sol : annexe F


Annexe F

Variantes des modes opératoires des essais effectués pour déterminer les effets d’un sol contaminé sur la survie et la reproduction de collemboles, telles que décrites dans des méthodes de portée internationale

Les documents de base sont énumérés ici dans l’ordre chronologique, selon les auteurs ou le sigle de l’organisme dont ils émanent.

W & K (1998) (Wiles et Krogh, 1998) - document décrivant des protocoles de mesure des effets de substances chimiques sur la survie, la croissance et la reproduction de trois espèces de collemboles, à savoir Folsomia candida(Willem, 1902), Isotoma viridis (Bourlet, 1839) et F. fimetaria (Linné, 1758); publié en 1998 dans Handbook of Soil Invertebrate Toxicity Tests, Løkke et van Gestel (dir.), West Sussex, Angleterre.

ISO (1999) - méthode d’essai normalisée internationale pour déterminer la toxicité d’un sol à l’aide d’un essai de mesure des effets sur la reproduction de F. candida, publiée en 1999 par l’Organisation internationale de normalisation, Genève, Suisse.

OCDE (2005) - ébauche de proposition soumise par l’Institut national de recherche sur l’environnement du Danemark à l’OCDE, en vue de la publication d’une nouvelle ligne directrice pour l’évaluation des effets de sols enrichis avec une substance chimique sur la reproduction de deux espèces de collemboles (F. candida et F. fimetaria); actuellement à l’étude par l’OCDE, Paris, France.

1. Espèces expérimentales, type d’essai et durée de l’essai

DocumentNotes de bas de pagea Espèce Type d’essai Durée de l’essai
W & K (1998) Folsomia candida(Willem, 1902) sans/avec renouvellementNotes de bas de page1 8 semainesNotes de bas de page2
W & K (1998) Isotoma viridis (Bourlet, 1839) sans/avec renouvellementNotes de bas de page1 8 semaines
W & K (1998) F. fimetaria(Linné, 1758) sans renouvellement 3 semaines
ISO (1999) F. candida (Willem, 1902) sans renouvellement 28 jours
OCDE (2005) F. fimetaria(Linné, 1758) sans renouvellement 3 semaines
OCDE (2005) F. candida(Willem, 1902) sans renouvellement 4 semaines

2. Caractéristiques des organismes expérimentaux au moment du démarrage de l’essai

Document Description des organismes utilisés pour démarrer l’essai Conditions d’acclimatation Âge des organismes au moment du démarrage de l’essai
W & K (1998) F. candida juvéniles provenant d’élevages synchrones n.i.Notes de bas de page3 10-12 jours
W & K (1998) I. viridis juvéniles provenant d’élevages synchrones n.i. 5-7 jours
W & K (1998) F. fimetaria juvéniles provenant d’élevages synchrones n.i. 23-26 jours
ISO (1999) juvéniles provenant d’élevages synchrones n.i. 10-12 jours
OCDE (2005) adultes provenant d’élevages synchrones n.i. adultes

3. Récipients d’essai et matériaux

Document Récipient d’essai Couvercle Type de sol l’essaiNotes de bas de page4 Quantité de sol par récipient
W & K (1998) F. candida tube en verre de 5 × 2 cm, bouché hermétiquement bouchon fermant hermétiquement SA, SN 4 ± 0,1 g par tube, poids sec (~5 g, poids humide)
W & K (1998) I. viridis tube en verre de 5 × 2,5 cm, bouché hermétiquement bouchon fermant hermétiquement SA, SN 4 ± 0,1 g par tube, poids sec (~5 g, poids humide)Notes de bas de page5
W & K (1998) F. fimetaria cylindre; 6 cm de diamètre, 5,5 cm de hauteur; tamis à mailles 1 mm au fond; bouché couvercles aux deux extrémités SA, SN 30 g par récipient, poids humide
ISO (1999) bocal en verre de 100 mL; 5 cm de diamètre; fermé hermétiquement disque en plastique ou en verre, ou feuille de Parafilm® SA 30 g par récipient, poids humide
OCDE (2005) partiellement transparent; couvercles transparents qui réduisent l’évaporation d’eau, mais qui permettent les échanges gazeux verre ou plastique inerte SA, SN quantité correspondant à 25 g, poids sec; 3-4 cm d’épaisseur

4. Description des sols d’essai et composition du sol artificiel

Document Description du ou des sols d’essai Composition du sol artificielNotes de bas de page6
W & K (1998) F. candida sol normaliséNotes de bas de page7 additionné de la substance d’essai (p. ex., substance chimique dans de l’eau désionisée ou dans un solvant organique; si insoluble, substance d’essai mélangée à du sable quartzeux finNotes de bas de page8) et d’eau distillée ou désionisée 10 % de tourbe de sphaigne,Notes de bas de page9, 20 % de kaolin avec ≥30 % de kaolinite, et 70 % de sable industriel renfermant >50 % de particules de 50-200 μm; pH ajusté à 6,0 ± 0,5 au moyen de CCaCO3
W & K (1998) I. viridis sol normaliséNotes de bas de page7, Notes de bas de page10 additionné de la substance d’essai (p. ex., substance chimique dans de l’eau désionisée ou dans un solvant organique; si insoluble, substance d’essai mélangée à du sable quartzeux finc) et d’eau distillée ou désionisée 10 % de tourbe de sphaigne,Notes de bas de page9, 20 % de kaolin avec ≥30 % de kaolinite, et 70 % de sable industriel renfermant >50 % de particules de 50-200 μm; pH ajusté à 6,0 ± 0,5 au moyen de CCaCO3
W & K (1998) F. fimetaria sol normaliséNotes de bas de page7 additionné de la substance d’essai (p. ex., substance chimique dans de l’eau désionisée ou dans un solvant organique; si insoluble, substance d’essai mélangée à du sable quartzeux finNotes de bas de page8) et d’eau distillée ou désionisée 10 % de tourbe de sphaigneNotes de bas de page12, 20 % de kaolin avec ≥30 % de kaolinite, et 70 % de sable industriel renfermant >50 % de particules de 50-200 μm; pH ajusté à 6,0 ± 0,5 au moyen de CCaCO3
ISO (1999) sol artificiel additionné de la substance d’essai (p. ex., substance chimique dans de l’eau désionisée ou dans un solvant organique; si insoluble, substance d’essai mélangée à du sable quartzeux finNotes de bas de page11) 10 % de tourbe de sphaigneNotes de bas de page12, 20 % de kaolin avec ≥30 % de kaolinite, et 70 % de sable industriel renfermant >50 % de particules de 50-200 μm; pH ajusté à 6,0 ± 0,5 au moyen de CCaCO3
OCDE (2005) sol artificiel ou normaliséNotes de bas de page13 additionné de la substance d’essai (p. ex., substance chimique dans de l’eau désioniséeNotes de bas de page14 ou dans un solvant organique; si insoluble, substance d’essai mélangée à du sable quartzeux finNotes de bas de page15) 5 ou 10 % de tourbe de sphaigneNotes de bas de page16, 20 % de kaolin avec >30 % de kaolinite, et 69-70 %Notes de bas de page17 de sable industriel séché à l’air et renfermant >50 % de particules de 50-200 μm; pH ajusté à 6,0 ± 0,5 au moyen de CaCO3

5. Manipulation du sol artificiel avant l’essai

Document Mélange Hydratation Ajustement du pH
W & K (1998) F. candida réunir les constituants secs dans les bonnes proportions et mélanger avec un peu d’eau désionisée; hydrater hydrater jusqu’à obtention d’une structure granulaire moyenne; normalement jusqu’à 40-60 % de la CRE totale aucun ajustement lorsque les substances d’essai sont acides ou alcalines
W & K (1998) I. viridis réunir les constituants secs dans les bonnes proportions et mélanger avec un peu d’eau désionisée; hydrater hydrater jusqu’à obtention d’une structure granulaire moyenne; normalement jusqu’à 40-60 % de la CRE totale aucun ajustement lorsque les substances d’essai sont acides ou alcalines
W & K (1998) F. fimetaria réunir les constituants secs dans les bonnes proportions et mélanger avec un peu d’eau désionisée ou distillée; hydrater hydrater jusqu’à obtention d’une texture poreuse une semaine avant le démarrage de l’essai aucun ajustement lorsque les substances d’essai sont acides ou alcalines
ISO (1999) réunir les constituants secs dans les bonnes proportions et mélanger avec un peu d’eau désionisée; hydrater hydrater jusqu’à obtention d’une structure granulaire moyenne; normalement jusqu’à 40-60 % de la CRE totaleNotes de bas de page18 n.i.Notes de bas de page19
OCDE (2005) mélanger les constituants secsNotes de bas de page20 hydrater jusqu’à ~50 % de la CRE maximaleNotes de bas de page21 (correspond à une teneur en humidité de 50 ± 10 % du poids sec); la teneur en humidité devrait être optimisée jusqu’à obtention d’une texture poreuse peu dense n.i.

6. Sol témoin négatif

Document Description du sol témoin négatif Nombre de récipients témoins (répétitions)
W & K (1998) F. candida préparer de la même manière que pour les sols d’essai, mais sans la substance d’essai; préparer des témoins supplémentaires si des substances auxiliaires autres que l’eau sont utilisées pour dissoudre la substance d’essai (p. ex., solvant organique, sable quartzeux) ≥3
W & K (1998) I. viridis préparer de la même manière que pour les sols d’essai, mais sans la substance d’essai; préparer des témoins supplémentaires si des substances auxiliaires autres que l’eau sont utilisées pour dissoudre la substance d’essai (p. ex., solvant organique, sable quartzeux) ≥3
W & K (1998) F. fimetaria préparer de la même manière que pour les sols d’essai, mais sans la substance d’essai; préparer des témoins supplémentaires si des substances auxiliaires autres que l’eau sont utilisées pour dissoudre la substance d’essai (p. ex., solvant organique, sable quartzeux) ≥4
ISO (1999) préparer de la même manière que pour les sols d’essai, mais sans la substance d’essai; préparer des témoins supplémentaires si des substances auxiliaires autres que l’eau sont utilisées pour dissoudre la substance d’essai (p. ex., solvant organique, sable quartzeux) 5
OCDE (2005) préparer de la même manière que pour les sols d’essai, mais sans la substance d’essai; ajouter des solvants organiques, du sable quartzeux ou autres matières à des témoins supplémentaires dans des quantités correspondant à celles utilisées dans les traitements ≥4

7. Entreposage et caractérisation du sol d’essai

Document Conditions d’entreposage Caractérisation du sol
W & K (1998) F. candida entreposer les sols d’essai mélangés dans des récipients en verre fermés à 15 ºC jusqu’à utilisation teneur en humidité et pH après hydratation
W & K (1998) I. viridis entreposer les sols d’essai mélangés dans des récipients en verre fermés à 15 ºC jusqu’à utilisation teneur en humidité et pH après hydratation
W & K (1998) F. fimetaria n.i.Notes de bas de page23 teneur en humidité et pH après hydratation
ISO (1999) n.i., s.o.Notes de bas de page24 teneur en humidité et pH après hydratation
OCDE (2005) n.i., s.o. CRE et pH

8. Essai préliminaire : nombre d’organismes par récipient, nombre de répétitions par traitement, nombre de concentrations par échantillon et facteur de dilution recommandé

Document Nombre d’organismes par récipient Nombre de répétitions par traitement ou concentration Nombre de concentrations par échantillon ou matière d’essai Facteur de dilution recommandé
W & K 1998 F. candidaNotes de bas de page25Notes de bas de page26 10 n.i.27 5 série géométrique28
W & K 1998 I. viridisNotes de bas de page25Notes de bas de page26 20 n.i. 5 série géométriqueNotes de bas de page28
W & K 1998 F. fimetariaNotes de bas de page25, Notes de bas de page29 20Notes de bas de page 3030 1 4 + témoin série géométriqueNotes de bas de page 3131
ISO 1999Notes de bas de page25, Notes de bas de page 3232 10 1 4 + témoin série géométriqueNotes de bas de page 3131
OECD 2005Notes de bas de page25, Notes de bas de page 33 F. fimetaria 20Notes de bas de page 3030 2 5 + témoin série géométriqueNotes de bas de page 3434
OECD 2005Notes de bas de page25, Notes de bas de page 33F. candida 10 2 5 + témoin série géométriqueNotes de bas de page 3434

9. Essai définitif : nombre d’organismes par récipient, nombre de répétitions par traitement, nombre de concentrations par échantillon et facteur de dilution recommandé

Document Nombre d’organismes par récipient Nombre de répétitions par traitement ou concentration Nombre de concentrations par échantillon ou matière d’essai Facteur de dilution recommandé
W & K 1998 F. candida 10 ≥ 3 ≥ 5 + témoin niNotes de bas de page 3535, Notes de bas de page 3636
W & K 1998 I. viridis 20 ≥ 3 ≥ 5 + témoin niNotes de bas de page 3636, Notes de bas de page 3737
W & K 1998 F. fimetaria 20Notes de bas de page 3838 ≥ 4 NI ni Notes de bas de page 3939, Notes de bas de page 4040
ISO 1999Notes de bas de page 4141 10 pour CSEO : 5 ≥ 5 + témoin geometric seriesNotes de bas de page 4242
ISO 1999   pour CEx : ≥2 pour les traitements et 5 pour les témoins 12 + témoin geometric seriesNotes de bas de page 4343
OECD 2005 F. fimetaria 20Notes de bas de page 3838 ≥ 4 NI ni Notes de bas de page 3939, Notes de bas de page 4040
OECD 2005 F. candida 10 ≥ 4 ≥ 4 + témoinNotes de bas de page 4444 niNotes de bas de page 3535, Notes de bas de page 4545

10. Alimentation et aération pendant l’essai

Document Type de nourriture recommandé Quantité de nourriture, mode opératoire et fréquence Aération des récipients d’essai
W & K (1998) F. candida granules de levure de boulanger déposer 3 granules dans chaque tube au début de l’essai et au moment de chaque transfert hebdomadaire n.i.Notes de bas de page 4646
W & K (1998) I. viridis granules de levure de boulanger déposer 3 granules dans chaque tube au début de l’essai et au moment de chaque transfert hebdomadaire n.i.
W & K (1998) F. fimetaria levure sèche de boulanger déposer 15 mg de levure au début de l’essai et après 14 jours n.i.
ISO (1999) levure sèche granulée déposer ~2 mg de levure sèche granulée dans chaque récipient d’essai au début de l’essai et après 14 jours; fermer hermétiquement les récipients après alimentation ouvrir brièvement les récipients d’essai 2 fois par semaine pour permettre l’aération
OCDE (2005) levure sèche granulée de boulanger déposer 15 mg de levure au début de l’essai puis tous les 14 jours n.i.

11. Température et éclairage pendant l’essai

Document Température (ºC) ÉclairageNotes de bas de page 4747
W & K (1998) F. candida 15 + 0,5 12 h C/12 h O ou 16 h C/8 h O; intensité de <1000 lux
W & K (1998) I. viridis 15 + 0,5Notes de bas de page 4848 16 h C/8 h O; intensité de <1000 lux
W & K (1998) F. fimetaria 20 + 1 12 h C/12 h O; intensité de 400-800 lux
ISO (1999) 20 + 2 12 h C/12 h O ou 16 h C/8 h O; intensité de 400-800 lux à la surface du substrat
OCDE (2005) 20 + 2 16 h C/8 h O de préférence; intensité de 400-800 lux autour des récipients d’essai

12. Mesures et observations biologiques pendant l’essai

Document MesuresNotes de bas de page 4949 Observations biologiques
W & K 1998 F. candida TH et pH, chaque traitement, au début et à la fin de l’essaibNotes de bas de page 5050, Notes de bas de page 5151 nombre d’adultes vivants par récipient d’essai, mesure de la longueur du corps de chaque adulte vivantNotes de bas de page 5252 et nombre de juvéniles éclos des œufs prélevés du solNotes de bas de page 5353 , une fois par semaine et à la fin de l’essai
W & K 1998 I. viridis TH et pH, chaque traitement, au début et à la fin de l’essaiNotes de bas de page 5050, Notes de bas de page 5151 nombre d’adultes vivants par récipient d’essai, mesure de la longueur du corps de chaque adulte vivantNotes de bas de page 5252, une fois par semaine et à la fin de l’essai
W & K 1998 F. fimetaria TH et pH au début et à la fin de l’essai Notes de bas de page 5151Notes de bas de page 5454 nombre d’adultes vivants par récipient d’essai, nombre de descendants par récipient d’essai à la fin de l’essai
ISO 1999 TH et pH, chaque traitement, au début et à la fin de l’essai; repeser périodiquement les récipients d’essai au cours de l’essaiNotes de bas de page 5555Notes de bas de page 5656 nombre de collemboles adultes et juvéniles vivants par récipient d’essai à la fin de l’exposition
OECD 2005 TH et pHNotes de bas de page 5757, chaque traitement, au début et à la fin de l’essai; peser les récipients d’essai au début et ensuite une fois par semaineNotes de bas de page 5858  

13. Fin de l’essai, paramètres biologiques et paramètres statistiques

Document Fin de l’essai Paramètres biologiques Paramètres statistiques
W & K (1998) F. candida extraire les collemboles du sol contenu dans les tubes à intervalles d’une semaine pendant l’exposition et à la fin de l’essai; déposer le sol de chaque tube dans un récipient plus grand et recueillir les collemboles à l’aide d’un aspirateur à air manuel taux moyen de survie, longueur moyenne des organismes et nombre moyen de juvéniles produits pour chaque concentration pendant chaque intervalle CE10 et CE50 pour la croissance et la reproduction (mg/kg de sol, poids sec)
W & K (1998) I. viridis extraire les collemboles du sol contenu dans les tubes à intervalles d’une semaine pendant l’exposition et à la fin de l’essai; déposer le sol de chaque tube dans un récipient plus grand et recueillir les collemboles à l’aide d’un aspirateur à air manuel taux moyen de survie et longueur moyenne des organismes produits pour chaque concentration pendant chaque intervalle CE10 et CE50 pour la croissance (mg/kg de sol, poids sec)
W & K (1998) F. fimetaria au bout de 3 semaines, extraire les organismes de chaque récipient d’essai à l’aide d’un extracteur à haut gradient thermiqueNotes de bas de page 5959 taux de mortalité, taux de perte ou d’augmentation de biomasse des adultes et nombre de descendants produits CE10, CE50 et CL50 pour la mortalité chronique et la croissance (mg/kg de sol, poids sec)
ISO (1999) 4 semaines après avoir déposé les collemboles reproducteurs sur les substrats d’essai et témoins, transvaser le substrat d’essai dans un récipient de 500-600 mL et ajouter de l’eau; remuer délicatement la suspension; compter les adultes et les juvéniles qui flottent à la surface de l’eauNotes de bas de page 6060 nombre moyen d’adultes et de juvéniles pour chaque concentration; taux de mortalité des adultes par concentration; nombre moyen de descendants produits pour chaque concentration après 28 jours CSEO et CE Notes de bas de page 6161 x
OCDE (2005) extraire les collemboles du sol à l’aide d’un extracteur à haut gradient thermiquea ou par flottationNotes de bas de page 6262 taux de mortalité et nombre de descendants produits CL50, CEx et CSEO

14. Critères de validité de l’essai; recours à un essai toxicologique de référence

Document Critères de validité de l’essai Toxique(s) de référence Mode opératoire et conditions de l’essai toxicologique de référence
W & K (1998) F. candida ≥10 juvéniles par adulte reproducteur vivant dans le sol témoin chaque semaine; taux de mortalité des adultes dans le ou les témoins : < 20 % aucun recommandé à l’heure actuelle n.i.Notes de bas de page 6666
W & K (1998) W & K (1998) I. viridis taux de mortalité des adultes dans le ou les témoins : < 50 % aucun recommandé à l’heure actuelle n.i.
W & K (1998) F. fimetaria > 200 juvéniles par récipient d’essai taux de mortalité des adultes dans le ou les témoins : < 20 % diméthoateNotes de bas de page 6363 déterminer les effets sur la survie et la reproduction
ISO (1999) ≥100 larves par récipient témoin; CV pour la reproduction dans le témoin : ≤30 %; taux de mortalité des adultes dans le ou les témoins : ≤20 % Betanal plus; E 605 forteNotes de bas de page 6464Notes de bas de page 6565 déterminer les effets sur la survie et la reproduction 1-2 fois par année
OCDE (2005) F. fimetaria > 200 juvéniles par récipient d’essai taux de mortalité des adultes dans le ou les témoins : < 20 %; CV pour le nombre de juvéniles dans le ou les témoins : < 25 % à déterminer déterminer les effets sur la survie et la reproduction
OCDE (2005) F. candida ≥100 juvéniles par récipient d’essai taux de mortalité des adultes dans le ou les témoins : < 20 %; CV pour le nombre de juvéniles dans le ou les témoins : < 25 % à déterminer déterminer les effets sur la survie et la reproduction
Signaler un problème ou une erreur sur cette page
Veuillez sélectionner toutes les cases qui s'appliquent :

Merci de votre aide!

Vous ne recevrez pas de réponse. Pour toute question, contactez-nous.

Date de modification :