Méthode d’essai biologique servant à déterminer la toxicité des sédiments à l’aide d’une bactérie luminescente : chapitre 5
Section 3 : Installations, équipement et fournitures
3.1 Installations
L’essai peut se dérouler dans un laboratoire normal, propre, à l’éclairage standard. Le degré de danger posé par les échantillons et le risque de contamination des échantillons et de l’appareillage commanderaient l’emploi d’installations particulières. Les lieux doivent être bien aérés, exempts d’émanations et isolés des causes de perturbations physiques et des contaminants atmosphériques qui pourraient perturber les organismes en expérience. Les installations d’essai devraient aussi être isolées des lieux de préparation des sédiments d’essai et éloignées, également, des lieux où l’on nettoie l’équipement.
3.2 Appareillage
3.2.1 Nettoyage
Toute pièce d’équipement et toute fourniture qui pourraient entrer en contact avec le sédiment ou l’eau d’essai doivent être propres et sèches. Tout le matériel non jetable devrait être lavé après usage. Le mode suivant de nettoyage (EC, 1997b, c) est recommandé.
- Faire tremper dans l’eau du robinet pendant 15 min, puis nettoyer à fond au détergent ou laver dans un lave-vaisselle automatique.
- Rincer deux fois à l’eau du robinet.
- Rincer soigneusement avec de l’acide nitrique (HNO3) ou chlorhydrique (HCl) fraîchement préparé, dilué (10 % v/vNote de bas de page 3) pour supprimer le tartre, les métaux et les bases.
- Rincer deux fois à l’eau désionisée.
- Rincer une fois à l’acétone non diluée, de qualité convenant à l’analyse des pesticides, pour éliminer les composés organiques (sous hotte). Contre les résidus huileux, utiliser de l’hexane.
- Rincer trois fois à l’eau désionisée de qualité.
3.2.2 Grandes lignes de l’essai et appareillage connexe
Cet essai en phase solide de mesure de la toxicité d’échantillons de sédiment entier comporte les étapes suivantes :
- préparation d’une série de dilutions de l’échantillon dans l’eau ;
- mélange de ces dilutions avec un inoculum d’organismes d’essai (V. fischeri reconstitué), puis incubation, pendant 20 min, dans des tubes à essai plongés dans un bain d’eau à 15 ± 0,5 °C ;
- immédiatement après, filtration du contenu de chaque tube ;
- stabilisation du filtrat, à 15 ± 0,5 °C, pendant 10 min, dans une série de cuvettes maintenues dans les puits d’un photomètre ;
- photométrie de la bioluminescence des bactéries subsistant dans le filtrat.
3.2.3 Équipement
L’équipement et les fournitures nécessaires à la réalisation de ces étapes sont rapidement décrits ci-dessous. On devrait consulter le fournisseur pour obtenir plus de précisions sur ses articles. L’équipement et les fournitures entrant en contact avec les sédiments ou l’eau ne doivent pas renfermer de substances lixiviables ou solubles en quantités nuisibles pour les organismes en expérience. On devrait les choisir soigneusement afin de réduire au minimum la sorption de matières de l’eau.
L’équipement permettant l’exécution de l’essai de toxicité des sédiments en phase solide comprend ce qui suit :
- photomètre MicrotoxMDmodèle 500 Analyzer (appelé ci-après « modèle 500 de Microtox ») ou photomètre équivalent, thermostaté (15 ± 0,5 °C pour au moins 15 cuvettes renfermant les solutions d’essai ; 5,5 ± 1 °C pour une seule cuvette renfermant les bactéries reconstituées dans l’alvéole du réactif), capable de mesurer la bioluminescence à la longueur d’onde de 490 ± 100 nm (ASTM, 1995) ;
- bain d’eau thermostaté à 15 ± 0,5 °C ;
- portoir de tubes à essai ou compartiment d’incubateur pour l’incubation des tubes à essai renfermant des dilutions de la matière d’essai et V. fischeri dans le bain d’eau ;
- congélateur (qui n’est pas du type sans givre) pour conserver les bactéries lyophilisées (réactif bactérien) ;
- pipettes automatiques débitant des volumes de 20, 500, 1000 et 1500 µL, à cônes de plastique jetablesNote de bas de page 4 ;
- tubes à essai en phase solide (tubes d’EPS) [15,5 mm sur 56, capacité de 7,5 mL, fond hémisphérique] ou tubes à essai équivalents ;
- cuvettes de verre jetables (verre borosilicaté, 3 mL de capacité, 50 mm de longueur sur 12 de diamètre, à fond plat) ;
- colonnes de filtration jetables pour les tubes d’EPS ou les tubes à essai équivalentsNote de bas de page 5 ;
- verrerie jaugée borosilicatée (lavée à l’acide conformément au § 3.2.1) pour le traitement de petites aliquotes d’échantillons ;
- chronomètre ou minuterie à affichage de compte à rebours ;
- mélangeur à barreau magnétique enrobé de téflon ;
- balance, d’une précision de 0,01 g ;
- étuve (100 ± 5 °C) ;
- récipients de pesée pour la détermination du poids sec ;
- cuillère ou spatule de métal pour l’homogénéisation des échantillons.
3.2.4 Fournitures
On se procure les bactéries qui serviront à l’essai en culture normalisée et lyophilisée (« réactif bactérien », v. section 2) et on les garde au congélateur à -20 °C (EC 1992 ; ASTM 1995).
On se sert d’eau distillée ou désionisée non toxique pour activer un flacon de réactif bactérien (v. § 4.6). Pour désigner cette eau, on parle souvent de solution de reconstitution, que l’on peut soit acheter telle quelle (v. tableau 11 ; annexe E), soit prendre dans les fournitures du laboratoire et utiliser après essai confirmant qu’elle ne diminue pas la bioluminescence de V. fischeri. Pour cet essai, on utilise de l’eau devant servir de solution de reconstitution, comme eau témoin ou comme eau servant à la préparation des solutions filles du ou des toxiques de référence utilisés systématiquement au laboratoire pour l’évaluation de l’essai mené avec V. fischeri. En conséquence, on devrait évaluer la bioluminescence de V. fischeri due à la solution de reconstitution prévue dans un essai de toxicité en milieu exclusivement aqueux, avec un ou plusieurs toxiques de référence, conformément aux modes opératoires et aux conditions exposés dans Environnement Canada (1990), de même que dans la section 4 « Méthodes universelles » de la méthode d’essai biologique publiée par Environnement Canada et exposant les essais de toxicité en phase liquide employant la bactérie luminescente V. fischeri (EC, 1992).
Pour diluer chaque échantillon de sédiment d’essai, il faut une réserve de « diluant en phase solide » (v. tableau 5 ; annexe E) constituée d’une solution de chlorure de sodium (NaCl) à 3,5 % (v. § 4.6). On peut acheter ce diluant ou, encore, le préparer en dissolvant 35,0 g de NaCl (de qualité « réactif ») dans 1000 mL de solution de reconstitution (c’est-à-dire d’eau distillée ou désionisée non toxique).
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