Guide technique des mines de métaux : tableau d’évaluation de toxicité sublétale, chapitre 2


Tableau d’évaluation de rapport pour les programmes pâtes et papiers et mines de métaux : Essai sur la fécondation chez les échinides (oursins globuleux et oursins plats)*

(Révisé: mai 2011)

Identification de l’échantillon d’effluent

Nom/adresse du client : _______________

Nom/adresse du lab. d’essai : _______________

Instructions pour compléter le tableau

Exigences pour le rapport et l’essai ; exigences des ESEE
Exigences pour le rapport et l’essai ; exigences des ESEE Données consignées? Exigences obligatoires rencontrées?
O N O N NA
Échantillon d’effluent
Type d’effluent (ex: effluent de procédé, effluent terminal, etc.)         X
Renseignements sur l’étiquetage/codage de l’échantillon         X
Température de l’échantillon à son arrivée au laboratoire         X
Date de prélèvement et date/heure de réception de l’échantillon au laboratoire         X
Date du début de l’essai (≤ 3 j suivant le prélèvement)          
Organismes soumis à l’essai
Essai doit être mené avec une des espèces suivantes :Strongylocentrotus droebachiensis, Strongylocentrotus purpuratus, Dendraster excentricus, Arbacia punctulata, Lytechinus pictus          
Source (tous les gamètes servant à un essai proviennent d’adultes du même lot et de la même source)         X
Brève description des conditions et du temps de détention des adultes         X
Tout aspect, comportement ou traitement inhabituel des adultes ougamètes avant le début de l’essai         X
Tout écart des exigences propres à la méthode d’essai indiquées par « doit », « doivent » ou « il faut » pour des conditions d’élevage ou de détention d’échinides maintenus en laboratoire pour > 3 jours ou d’échinides maintenus pour l’utilisation immédiate (≤ 3d)         X
Critères de santé
% hebdomadaire de mortalité parmi les adultes acclimatés et gardés pour > 3 d (≤ 2 % par jour en moyenne pendant les 7 j précédent la collecte des gamètes, la mortalité cumulative pendant cette même période de 7 j ≤ 20 %)          
% de mortalité des adultes reçus et maintenus pour une brève période (≤3 jours) (une mortalité cumulative ≤ 20 % pendant les 7 jours précédant l’expédition)          
Installations et conditions de l’essai
Méthode d’essai (SPE 1/RM/27 et reconnaissance de la deuxième édition de février 2011) et options sélectionnées (recommande 10 min sperme + 10 min sperme & oeuf; les options sont 20 min + 20 min et 60 min+ 20 min d’exposition)          
Énoncé de la durée de l’essai         X
Description des récipients d’essai (taille, forme, type de matériau)         X
Personne ayant mené l’essai          
Débit de pré-aération de l’échantillon, si effectuée, avant le début de l’essai(≤ 100 bulles/min; minimal et contrôlé)          
Durée de pré-aération de l’échantillon (seulement si O.D. estimé de touteconc. d’essai < 40% ou > 100%, pré-aérer alors l’échantillon ou un aliquote pour ≤ 20 min ou jusqu’à l’atteinte de 40% de saturation; l’essai doit être mis en route lorsque l’une ou l’autre de ces conditions est atteinte, qu’on ait obtenu ou non 40-100% de saturation en O.D.)          
Procédure, s’il y a lieu, d’ajustement du pH de l’échantillon (recommandeaucun ajustement si le pH de la solution d’essai est entre 6,5 - 8,5; à l’extérieur de cet intervalle, l’ajustement du pH est une option ou la conduited’essais parallèles avec et sans ajustement de pH)         X
Procédure, s’il y a lieu, de filtration de l’échantillon (recommande aucune filtration; si organismes indigènes, filtrer (mailles de 60 mm) avant utilisation pour l’essai)          
Mention que le guide sur l’ajustement de salinité d’EC (Décembre, 2001) aété suivi         X
Salinité : 28-32 g/kg, ajustée avec de la saumure hypersaline (SHS), des sels de mer secs du commerce, des sels de qualité réactif ou de l’eau désionisée          
Après l’ajout de sel, la période de stabilisation de 16 à 24 heures a-t-elle étérespectée (4 ± 2°C sans lumière et dans un récipient hermétiquement fermé, avec un espace minimal)?         X
Type(s) et source(s) de l’eau utilisée comme eau de contrôle/dilution (la même eau témoin/de dilution doit servir à la préparation du témoin et de toutes les concentrations d’essai)          
Type et quantité de tout produit chimique ajouté à l’eau de contrôle/dilution         X
Température de l’essai 15 ± 1°C pour l’oursin vert, l’oursin violet du Pacifique et le clypéastre excentrique; 20 ± 1°C pour l’oursin violet de l’Atlantique et l’oursin blanc         X
# et conc. des solutions d’essai (≥ 7 conc. et un contrôle)          
Volume et profondeur de solution à l’intérieur de chaque récipient d’essai(recommande 10 mL; les options sont 5 et 2 mL)         X
# de répétitions par conc. (≥ 3 répétitions/conc. incluant les contrôles,chaque témoin doit comporter le même nombre de répétitions que les solutions d’essai)          
Si la salinité est ajustée avec SHS ou des sels, l’essai doit inclure une série de témoins préparés avec la même source, lot et concentrations que l’échantillon d’essai          
Si on utilise une eau réceptrice non contaminée comme eau témoin/de dilution, on doit préparer une solution témoin distincte avec de l’eau de mer du laboratoire s’il a été démontré qu’elle donnait des résultats valides          
Une deuxième série de témoins composés à 100% d’eau de dilution est requise si l’eau utilisée pour diluer l’échantillon diffère d’une façon quelconque des témoins de la SHS ou des témoins des sels          
# de gamètes (2000 oeufs par récipient pour un volume d’essai de 10 mL;les options sont 1000 oeufs pour un volume d’essai de 5 mL et 400 oeufs pour un volume d’essai de 2 mL)         X
Estimation du # de spermatozoïdes par récipient et rapport spermatozoïdes:œufs         X
Idéalement, le sperme devrait provenir de ≥ 3 échinides mâles adultes et les œufs de ≥ 3 femelles ; il faut vérifier les gamètes de chaque mâle et de chaque femelle afin de s’assurer que seuls les gamètes de bonne qualité serviront à l’essai          
S’il est impossible d’obtenir des gamètes de qualité de ≥ 3 mâles et de ≥ 3 femelles, on peut réduire le nombre d’adultes, mais il faudra effectuer un prétest qui permettra d’établir le rapport spermatozoïdes :oeufs optimal pour un lot donné de gamètes          
Si un laboratoire choisit de ne pas effectuer de prétest pour déterminer le rapport spermatozoïdes :œufs optimal, il doit utiliser les gamètes combinés de ≥ 3 mâles et de ≥ 3 femelles, gamètes dont la bonne qualité a été établie au cours de la vérification.          
O.D. et pH de l’échantillon juste avant son utilisation en préparation d’unessai         X
Température, salinité, O.D. et pH des aliquotes des solutions d’essai et contrôle au début de l’essai         X
Toute anomalie dans le déroulement de l’essai, toute modification apportéeà la méthode, tout problème observé et toute mesure corrective prise         X
Paramètres de mesure et calculs
# d’oeufs fécondés et non fécondés dans chaque solution d’essai de répétition (y compris chaque répétition témoin) à la fin de l’essai et le pourcentage moyen (± É.T.) de fécondation dans chaque récipient d’essai (y compris les témoins) (test non valide si le taux de fécondation moyen de toutes les répétitions de contrôles est < 60%ou ≥ 98%)          
Une courbe dose-effet positive et logique devrait être obtenue         X
CI25 (et limites de confiance à 95%) pour le taux de fécondation établies au moyen d’une analyse de régression non linéaire; les données doivent satisfaire aux hypothèses de normalité et d’homoscédasticité; (si les données ne se prêtent pas à une analyse de régression on peut avoir recours à une interpolation linéaire (ICPIN) pour calculer une CIp)          
Des détails relatifs aux techniques de pondération utilisées et une indication des statistiques quantitatives employées          
Le nom des programmes et des méthodes employés pour calculer les paramètres statistiques          
Les paramètres calculés au moyen d’une analyse de régression doivent être encadrés par les concentrations d’essai ; l’extrapolation des paramètres au-delà de la concentration expérimentale maximale ne constitue pas une pratique acceptable          
L’existence de valeurs aberrantes et la justification de leur suppression          
Résultats et durée d’essais avec toxiques de référence (à l’intérieur deslimites de contrôle (± 2 É.T ) établies lors du diagramme de contrôle du produit)         X
Pour les adultes maintenus au laboratoire > 3 jours, un essai sur le ou les toxiques de référence mené dans les 14 jours précédant ou suivant l’essai définitif, ou en parallèle avec le même lot de gamètes          
Pour les adultes maintenus au laboratoire ≤ 3 jours, un essai sur le ou les toxiques de référence mené en parallèle avec l’essai définitif          
L’essai sur le ou les toxiques de référence effectué selon les mêmes conditions expérimentales          
Exigences spécifiques des programmes des ESEE
Paramètre de mesure de l’essai encadré par au moins 1 conc. d’essai          
(excepté pour “>100%”)?          
Pour le programme ESEE des pâtes et papiers : rapport soumis à l’intérieur de 90 j après la fin de l’essai?          

* Comprend les exigences relatives au rapport et à la méthode indiquées dans l’essai sur la fécondation chez les échinides (oursins globuleux et oursins plats), deuxième édition publiée en 2011, ainsi que celles citées dans le Règlement modifiant le Règlement sur les effluents des fabriques de pâtes et papiers et l’annexe 5 du Règlement sur les effluents des mines de métaux (juin 2002).

EC (Environnement Canada). « Revised Procedures for Adjusting Salinity of Effluent Samples for Marine Sublethal Toxicity Testing Conducted under Environmental Effects Monitoring (EEM) Programs ». rapport inédit, Section de l’élaboration des méthodes et des applications, Centre de technologie environnementale, Ottawa (Ont.) (2001).

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