Virus de variole bovine : Fiche technique santé-sécurité : agents pathogènes

Section I – Agent infectieux

Nom

Virus de la variole bovine

Type d'agent

Virus

Taxonomie

Famille

Poxviridae

Genre

Orthopoxvirus

Espèce

Orthopoxvirus cowpox

Synonyme ou renvoi

Le virus de la variole bovine (VVB) est l'agent étiologique de l'orthopoxvirose bovine, aussi connu sous le nom de l'orthopoxvirose félineNote de bas de page 1. Avant les années 1930, les termes variole bovine, vaccin contre la variole et vaccine étaient synonymesNote de bas de page 2.

Caractéristiques

Brève description

Le VVB est un virus enveloppé en forme de brique mesurant de 220 nm à 450 nm par 140 nm à 260 nmNote de bas de page 3 Note de bas de page 4. Il a un génome d'ADN linéaire à doubles brins qui varie de 205 à 229 kbpNote de bas de page 3. VVB possède le plus grand génome de tous les orthopoxvirusNote de bas de page 3. Le génome a une teneur G+C de 33,5 %Note de bas de page 5.

Des études de séquençage de l'ADN ont démontré que les isolats de VVB ne partagent pas d'ancêtre commun récent et que l'espèce peut être divisée minimalement en cinq clades monophylétiques distincts représentant différentes espèces virales avec des distinctions génomiques au niveau de l'espèceNote de bas de page 6 Note de bas de page 7. Le nombre de clades a été constant au fil des ans depuis la première publication en 2011Note de bas de page 8. Cependant, il y a eu des divergences entre les chercheurs sur la façon de les fusionner ou de les diviserNote de bas de page 6. Dans la publication la plus récente, les cinq clades peuvent être caractérisés comme étant trois clades de type VVB, un clade de type variole et un clade de type vaccine.

Propriétés

Le VVB se reproduit dans le cytoplasme des cellules hôtesNote de bas de page 4. Le VVB produit des corps d'inclusion cytoplasmiques de type A et forme de grandes pustules hémorragiques rouges caractéristiques sur la membrane chorioallantoïqueNote de bas de page 3 Note de bas de page 9. Les souches de VVB isolées dans différentes régions géographiques, passages ou au sein de différentes espèces peuvent varier de manière importante au niveau de la pathogénicité, de la taille de génome et de la réactogénicitéNote de bas de page 3 Note de bas de page 10. La pathogénicité varie de 0 % à 100 % pour les souches de variants chez la sourisNote de bas de page 11. Le VVB a la plus grande gamme d'espèces hôtes parmi les orthopoxvirusNote de bas de page 12. Il encode des protéines immunomodulatrices qui suppriment l'activité des cytokines pro-inflammatoires des cellules hôtes, ce qui réduit l'activité antivirale et inhibe la présence d'antigènes à la surface des cellules, empêchant ainsi l'activation des lymphocytes T.

Section II – Identification des dangers

Pathogénicité et toxicité

La variole bovine est largement autolimitante chez les personnes immunocompétentesNote de bas de page 3. Les symptômes comprennent la fatigue, les maux de tête, la lymphadénopathie régionale et la myalgieNote de bas de page 13 Note de bas de page 14 Note de bas de page 15. Les lésions apparaissent le plus souvent sur les mains, le tronc et le visage ou parfois sur la paupièreNote de bas de page 14 Note de bas de page 15. Environ 72 % des patients ne présentent qu'une seule lésionNote de bas de page 14. Les lésions progressent vers les stades papulaires et vésiculeux (du 7e au 12e jour), puis forment des escarres noires (de deux à trois semaines), qui ont environ de 1 à 3 cm de diamètreNote de bas de page 14. Il peut y avoir des surinfections bactériennes et une atteinte des muqueuses oculaires et buccalesNote de bas de page 15. La plupart des patients guérissent en six à huit semaines, alors que certains prennent plus de 12 semaines à se rétablirNote de bas de page 14. Les cas mortels sont rares et surviennent surtout chez les patients immunodéprimés ou ceux atteints d'eczéma graveNote de bas de page 3 Note de bas de page 14 Note de bas de page 16 Note de bas de page 17 Note de bas de page 18 Note de bas de page 19. Les formes oculaires de la maladie peuvent entraîner des complications graves, comme la nécrose, la kératite et la cécitéNote de bas de page 20.

La présentation clinique est similaire chez les autres hôtes animaux. Le VVB a été associé à la maladie chez les animaux domestiques, y compris les chats, les chiens, les chevaux et le bétail, et chez un large éventail d'espèces non domestiquesNote de bas de page 15. Les manifestations cliniques de la maladie varient d'une espèce à l'autre; certains animaux développent un syndrome cutané avec des lésions dont la gravité varie, alors qu'une forme systémique grave accompagnée de virémies fulminantes associées à une morbidité élevée et au décès a été signalée chez d'autres espèces. La maladie systémique peut entraîner des lésions se formant dans le tractus gastro-intestinal et dans les voies respiratoiresNote de bas de page 21. Les chats développent habituellement de la fièvre et une lymphadénopathie, accompagnées de lésions cutanées primaires suivies d'une éruption répartie sur le corps et d'une éruption secondaire de quatre à 16 jours après l'expositionNote de bas de page 3 Note de bas de page 22 Note de bas de page 23. Une forme pulmonaire atypique de la variole bovine est occasionnellement observéeNote de bas de page 3 Note de bas de page 24. La plupart des chats se rétablissent, bien que certaines maladies qui compromettent le système immunitaire, comme la co-infection ou le virus de l'immunodéficience féline, peuvent accroître la gravité de la maladieNote de bas de page 3 Note de bas de page 22.

L'infection au VVB a causé des décès chez de nombreuses espèces différentes, y compris des alpagasNote de bas de page 25, des primates non humainsNote de bas de page 26 Note de bas de page 27 Note de bas de page 28, des prédateurs félinsNote de bas de page 29 Note de bas de page 30, des mangoustesNote de bas de page 29 et des éléphantsNote de bas de page 3 Note de bas de page 31.

Épidémiologie

Le VVB se maintien dans des populations de petits rongeurs en Europe et en AsieNote de bas de page 32. L'infection au VVB humain est relativement rare. On estime que deux à quatre cas humains sont signalés en Grande-Bretagne par année et, entre 1969 et 1994, seuls 54 cas humains ont été signalésNote de bas de page 14. Deux éclosions de variole bovine ont été liées à l'achat de rats infectés par la variole bovine dans des magasins d'animaux de compagnie en Allemagne et en France entre 2008 et 2011; elles touchaient environ 40 casNote de bas de page 33. D'autres cas humains plus récents de VVB comprennent un cas potentiel de VVB transmis par fomites, lorsqu'un électricien âgé de 45 ans s'est coupé sur une extrémité tranchante d'un garde-fou et a développé une escarre et un cas mortel d'infection fœtale d'une étiologie inconnue infectant une femme enceinteNote de bas de page 6. Les cas humains et félins suivent un modèle de répartition saisonnier, la majorité des cas se produisant entre juillet et octobreNote de bas de page 14. Bien que la variole bovine soit traditionnellement une maladie bovine, le VVB affecte rarement le bétail et est le plus répandu chez les chats, alors que jusqu'à 16 % des félins domestiques présentent des anticorps contre le VVB en Angleterre, en Norvège, en Autriche, en Allemagne et en FinlandeNote de bas de page 3 Note de bas de page 13 Note de bas de page 19 Note de bas de page 22 Note de bas de page 34. Des éclosions d'infection au VVB chez diverses espèces animales ont été signalées, en particulier dans les zoos et les cirques où des taux de mortalité élevés ont été observésNote de bas de page 3 Note de bas de page 26 Note de bas de page 28 Note de bas de page 29 Note de bas de page 35.

Les personnes atteintes de troubles qui affectent l'intégrité de la barrière cutanée (p. ex., eczéma, maladie de Darier) et celles ayant des conditions atopiques et immunosuppressives sont plus sensibles à l'infection au VVBNote de bas de page 3 Note de bas de page 11 Note de bas de page 16 Note de bas de page 17 Note de bas de page 18. Ces infections sont souvent systémiques et plus graves que celles qui se développent chez les personnes généralement en santéNote de bas de page 14 Note de bas de page 18 Note de bas de page 36. Toutefois, on a signalé un cas de patient en santé sans condition médicale qui avait une présentation clinique graveNote de bas de page 37. Les données indiquent que certaines substances qui suppriment la réponse immunitaire (p. ex., le diazépam, l'alcool) peuvent également accroître la gravité de l'infectionNote de bas de page 17 Note de bas de page 19 Note de bas de page 38. Étant donné que la réponse immunitaire aux orthopoxvirus est croisée, on soupçonne que la vaccination contre la variole a éliminé l'infection au VVB chez les populations humainesNote de bas de page 39. Une étude de séroprévalence effectuée chez des vétérinaires en Finlande a démontré que chaque personne de plus de 50 ans avait des anticorps contre les orthopoxvirus, avec une diminution de la séroprévalence chez les groupes d'âge plus jeunes, suivant l'arrêt progressif de la vaccination contre la variole. Ainsi, les groupes plus jeunes peuvent être plus susceptibles à l'infection par le VVB et autres orthopoxvirus.

Gamme d'hôtes

Hôtes naturels

Humains, bovins, chats et prédateurs félins, chiens, souris, lemmings, chevaux, lamas, alpagas, pandas rouges, castors, éléphants, rhinocéros, okapis, fourmiliers, mangoustes et primates non humainsNote de bas de page 7 Note de bas de page 10 Note de bas de page 29 Note de bas de page 32 Note de bas de page 40 Note de bas de page 41 Note de bas de page 42.

Autres hôtes

Lapins, rats, campagnols et primates non humains ont été infectés expérimentalement par le VVBNote de bas de page 3 Note de bas de page 43 Note de bas de page 44 Note de bas de page 45. En captivité, des petits cerfs, des oryctéropes et des tapirs ont été infectés par le VVBNote de bas de page 6 Note de bas de page 21.

Dose infectieuse

Chez une femme enceinte ayant reçu un diagnostic d'orthopoxvirose, les titres viraux au 31e jour suivant l'infection étaient de 1,86 × 107 pour la dose infectieuse en culture tissulaire (DICT50)/ml dans une biopsie cutanée, de 2,32 × 107 DICT50/ml dans le fœtus, et de 9,74 × 107 DICT50/ml dans le placenta; 44 jours après l'infection, les titres viraux étaient de 1,95 × 108 DICT50/ml dans un frotti vaginalNote de bas de page 46.

Période d'incubation

Environ huit à 12 joursNote de bas de page 15. L'excrétion de VVB dans l'urine et les fèces de rats varie de 11 à 35 jours après l'infectionNote de bas de page 3.

Transmissibilité

Le VVB est le plus souvent transmis aux humains par contact direct avec des animaux infectés, en particulier les chats domestiques, qui sont responsables de 50 % des cas humains et les rats domestiquesNote de bas de page 3 Note de bas de page 9 Note de bas de page 14 Note de bas de page 47. LE VVB entre par des égratignures et des abrasions de la peau ou par contact avec des muqueusesNote de bas de page 14 Note de bas de page 46 Note de bas de page 48. La transmission par contact indirect par l'intermédiaire de fomites est atypique pour le VVB, mais elle est possible, car elle est une voie courante pour d'autres orthopoxvirusNote de bas de page 49. La transmission verticale par le placenta à un fœtus est également possibleNote de bas de page 46.

Chez les animaux, la transmission du VVB se fait par l'ingestion de rongeurs porteurs du VVB et par contact direct avec des animaux infectésNote de bas de page 29. Le VVB a été introduit expérimentalement dans diverses espèces hôtes par injection et par voie intranasaleNote de bas de page 3.

Section III – Dissémination

Réservoir

Campagnols roussâtres, campagnols à queue courte, souris, gerbillesNote de bas de page 9 Note de bas de page 32.

Zoonose/zoonose inverse

Les animaux infectés peuvent transmettre la variole bovine aux humains (p. ex., du chat à l'humain)Note de bas de page 6.

Vecteurs

Aucun.

Section IV – Viabilité et stabilité

Sensibilité/résistance aux médicaments

L'efficacité du cidofovir, du brincidofovir (CMX001), du ST-246® et de la 4'-thioidoxuridine contre le VVB a été démontrée dans les modèles animauxNote de bas de page 50 Note de bas de page 51 Note de bas de page 52 Note de bas de page 53 Note de bas de page 54. Le terameprocol, la trifluridine, l'adéfovir et ainsi que les dérivés pro-nucléotidiques de l'acyclovir, du penciclovir et de la brivudine ont inhibé la croissance du VVB in vitroNote de bas de page 55 Note de bas de page 56 Note de bas de page 57.

On a observé une résistance in vitro du VVB au cidofovirNote de bas de page 58.

Sensibilité aux désinfectants

Le VVB est sensible à la formaline (0,5 %), à l'hydroxyde de sodium (0,1 %), à l'acide hypochloreux (0,2 %), à l'iode (1 %), à l'hypochlorite de sodium (1 %), à la chloramine T (0,2 %), et aux composés d'iode et phénoliques (3 %) et à d'autres détergentsNote de bas de page 59 Note de bas de page 60. On a démontré la sensibilité au Sanytex, à l'hypochlorite de sodium, à l'ammonium quaternaire combiné à la chlorhexidine et à l'ammonium quaternaire combiné au glutaraldéhyde chez d'autres membres du genre OrthopoxvirusNote de bas de page 61 Note de bas de page 62.

Inactivation physique

L'exposition à la chaleur humide allant de 56 °C à 60 °C pendant 15 minutes a entraîné une réduction d'au moins 4 log d'orthopoxvirus infectieuxNote de bas de page 59 Note de bas de page 63. La chaleur sèche à 95 °C pendant deux heures a entraîné une réduction de 4 log d'orthopoxvirusNote de bas de page 64. L'exposition à l'irradiation UV pendant deux minutes a entraîné une réduction de 5 log du VVB infectieuxNote de bas de page 59. L'exposition au tampon de lyse et de liaison MagNA Pure de Roche et une centrifugation à grande vitesse inactivent également les orthopoxvirusNote de bas de page 65.

Survie à l'extérieur de l'hôte

Les poxvirus sont très résistants au séchageNote de bas de page 66. Le virus de la vaccine (genre Orthopoxvirus) séché sur des lamelles de verre à température ambiante persiste pendant plus de cinq semainesNote de bas de page 67; le virus de la vaccine est également très stable dans les matrices alimentaires et hydriquesNote de bas de page 68.

Section V – Premiers soins et aspects médicaux

Surveillance

Le diagnostic se fait par la surveillance des symptômes cliniques. Le VVB peut être détecté à l'aide de culture virale, de microscopie électronique, de tests immunohistochimiques et sérologiques propres aux orthopoxvirus et de la réaction en chaîne par polymérase (PCR)Note de bas de page 69. Il est possible d'analyser les frottis des lésions cutanées ou des échantillons de biopsie à l'aide de tests PCR ciblant des gènes particuliers (p. ex., le gène de l'hémagglutinine, le gène ATI, le gène crmB)Note de bas de page 9 Note de bas de page 29. Le VVB peut être identifié par le séquençage d'amplicons générés par PCR.

Remarque : Les recommandations spécifiques pour la surveillance en laboratoire devraient provenir du programme de surveillance médicale, qui est fondé sur une évaluation locale des risques des agents pathogènes et des activités en cours, ainsi qu'une évaluation globale des risques du programme de biosécurité dans son ensemble. De plus amples renseignements sur la surveillance médicale sont disponibles dans le Guide canadien sur la biosécurité (GCB).

Premiers soins et traitement

Un traitement de soutien axé sur le confinement est recommandéNote de bas de page 69. Il n'existe pas de traitement antiviral approuvé pour l'infection au VVB. Des antibiotiques peuvent être donnés pour traiter les infections bactériennes secondaires ou pour prévenir les surinfectionsNote de bas de page 20. Le cidofovir, un analogue nucléotidique autorisé pour le traitement d'autres maladies, a des effets secondaires importants et n'est utilisé que lorsque l'infection au VVB est graveNote de bas de page 13. L'immunoglobuline vaccinale intraveineuse (VIGIV), ou CNJ-016™, est homologué pour le traitement des complications suite au vaccin contre la vaccine et peut être utilisé pour traiter les infections graves au VVBNote de bas de page 19.

Remarque : Les recommandations spécifiques concernant les premiers soins et les traitements en laboratoire devraient provenir du plan d'intervention après exposition, qui est élaboré dans le cadre du programme de surveillance médicale. De plus amples renseignements sur le plan d'intervention après l'exposition sont disponibles dans le GCB.

Immunisation

Imvanex/Imvamune, un vaccin de troisième génération, et ACAM2000, un vaccin contenant le virus vivant de la vaccine, sont indiqués pour l'immunisation active contre la variole, qui est étroitement liée à la variole bovine, et ont été approuvés pour utilisation au CanadaNote de bas de page 70 Note de bas de page 71. Ces vaccins peuvent être indiqués pour certains travailleurs ayant un risque élevé d'exposition, comme les travailleurs de laboratoire qui manipulent la vaccine ou d'autres orthopoxvirus se répliquant comme le VVB, dans des installations de référence ou de recherche spécialiséesNote de bas de page 71. Aux États-Unis, la vaccination chaque dix ans est recommandée pour le personnel de laboratoire travaillant avec le VVBNote de bas de page 72. Le virus modifié de la vaccine Ankara (MVA) a été utilisé pour immuniser les animaux de zoo et de cirque en Europe contre la variole bovineNote de bas de page 9 Note de bas de page 29.

Remarque : De plus amples renseignements sur le programme de surveillance médicale sont disponibles dans le GCB et en consultant le Guide canadien d'immunisation.

Prophylaxie

Aucune recommandation.

Remarque : De plus amples renseignements sur la prophylaxie dans le cadre du programme de surveillance médicale sont disponibles dans le GCB.

Section VI – Dangers pour le personnel de laboratoire

Infections contractées en laboratoire

Trois cas d'infection au VVB acquis en laboratoire ont été signalés après 1970 : un cas en 1988 impliquant l'inoculation par un rongeur infectéNote de bas de page 73, un cas en 2010, probablement transmis par contact avec des surfaces contaminées ou par manipulation de réactifs contaminésNote de bas de page 74, et un cas en 2011 impliquant une auto-inoculation accidentelleNote de bas de page 75.

Remarque : Veuillez consulter la Norme canadienne sur la biosécurité (NCB) et le GCB pour obtenir de plus amples renseignements sur les exigences relatives à la déclaration des incidents d'exposition.

Sources et échantillons

Urine, fèces, sang, échantillons de biopsie, pus et contenu des pustules et lésionsNote de bas de page 3 Note de bas de page 29.

Dangers primaires

L'exposition de la peau aux matières infectieuses et aux morsures ou égratignures causées par un animal infecté sont les principaux dangers associés à l'exposition au VVBNote de bas de page 2 Note de bas de page 4 Note de bas de page 8 Note de bas de page 27.

Dangers particuliers

Aucun.

Section VII – Contrôle de l'exposition et protection personnelle

Classification par groupe de risque

Le VVB est un pathogène humain de groupe de risque 2 et un pathogène animal de groupe de risque 2Note de bas de page 76 Note de bas de page 77.

Exigences de confinement

Les installations, l'équipement et les pratiques opérationnelles de niveau de confinement 2 tels que décrits dans la NCB pour le travail avec des matières, des animaux ou des cultures infectieux ou possiblement infectieux.

Vêtements de protection

Les exigences applicables au niveau de confinement 2 pour l'équipement et les vêtements de protection individuelle décrites dans la NCB doivent être respectées. L'équipement de protection individuelle peut inclure l'utilisation d'un sarrau de laboratoire et de chaussures spécialisées (par exemple, des bottes, des chaussures) ou de chaussures de protection supplémentaires (par exemple, des couvre-bottes ou des couvre-chaussures) lorsque les sols peuvent être contaminés (par exemple, les box, les salles de nécropsie), des gants lorsque le contact direct de la peau avec des matériaux ou des animaux infectés est inévitable, et une protection oculaire lorsqu'il existe un risque connu ou potentiel d'exposition à des éclaboussures.

Remarque : Une évaluation locale des risques permettra de déterminer la protection appropriée pour les mains, les pieds, la tête, le corps, les yeux, le visage et les voies respiratoires. De plus, les exigences relatives à l'équipement de protection individuelle pour la zone de confinement et les activités de travail doivent être documentées.

Autres précautions

Une enceinte de sécurité biologique (ESB) ou d'autres dispositifs de confinement primaire à utiliser pour les activités avec des récipients ouverts, sur la base des risques associés aux caractéristiques inhérentes de la matière réglementée, à la possibilité de produire des aérosols infectieux ou des toxines aérosolisées, à la manipulation de fortes concentrations de matières réglementées ou à la manipulation de grands volumes de matières réglementées.

Utilisation d'aiguilles et de seringues strictement limitée. Le pliage, le cisaillement, le rebouchage ou l'élimination d'aiguilles de seringues est à éviter, et, si nécessaire, à effectuer uniquement comme spécifié dans les procédures d'opération normalisées (PON). Des précautions supplémentaires sont requises pour les travaux comprenant des animaux ou des activités à grande échelle.

Pour les laboratoires de diagnostic qui manipulent des échantillons primaires provenant de patients susceptibles d'être infectés par le virus de la variole bovine, les ressources suivantes peuvent être consultées :

Section VIII – Manutention et entreposage

Déversements

Laisser les aérosols se déposer. Tout en portant de l'équipement de protection individuelle, couvrir doucement le déversement avec du papier absorbant et appliquer un désinfectant approprié, à partir du périmètre et en allant vers le centre. Permettre un contact suffisant avec le désinfectant avant le nettoyage (GCB).

Élimination

Toutes les matières ou substances qui sont en contact avec les matières réglementées doivent être entièrement décontaminées avant d'être retirées de la zone de confinement ou des procédures d'opérations normalisées (PON) doivent être en place afin de déplacer ou de transporter les déchets en toute sécurité hors de la zone de confinement vers une zone de décontamination désignée ou une tierce partie. On peut y parvenir en utilisant des technologies et des procédés de décontamination qui se sont avérés efficaces contre les matières réglementées, comme les désinfectants chimiques, l'autoclavage, l'irradiation, l'incinération, un système de traitement des effluents ou la décontamination gazeuse (GCB).

Entreposage

Les exigences applicables en matière de confinement de niveau 2 pour l'entreposage, décrites dans la NCB, doivent être respectées. Les contenants primaires de matières réglementées enlevés de la zone de confinement doivent être étiquetés, étanches aux fuites, résistants aux impacts et gardés soit dans des équipements d'entreposage verrouillés, soit dans une zone à accès limité.

Section IX – Renseignements sur la réglementation et autres

Renseignements sur la réglementation canadienne

Les activités réglementées avec le VVB nécessitent un permis d'agent pathogène humain et de toxine délivré par l'Agence de la santé publique du Canada. Le VVB est un pathogène animal terrestre au Canada; par conséquent, son importation nécessite un permis d'importation en vertu du Règlement sur la santé des animaux (RSA). L'ASPC délivre un permis d'agent pathogène humain et de toxine qui inclut un permis d'importation du RSA.

Voici une liste non exhaustive des désignations, des règlements ou des lois applicables :

Dernière mise à jour

Novembre 2023

Rédigé par

Centre de la biosûreté, Agence de la santé publique du Canada.

Mise en garde

L'information scientifique, opinions et recommandations contenues dans cette Fiche technique santé-sécurité : agents pathogènes ont été élaborées sur la base de ou compilées à partir de sources fiables disponibles au moment de la publication. Les dangers nouvellement découverts sont fréquents et ces informations peuvent ne pas être totalement à jour. Le gouvernement du Canada ne se tient pas responsable de leur justesse, de leur caractère exhaustif ou de leur fiabilité, ni des pertes ou blessures pouvant résulter de l'utilisation de ces renseignements.

Les personnes au Canada sont tenues de se conformer aux lois pertinentes, y compris les règlements, les lignes directrices et les normes applicables à l'importation, au transport et à l'utilisation d'agents pathogènes au Canada, établis par les autorités réglementaires compétentes, notamment l'Agence de la santé publique du Canada, Santé Canada, l'Agence canadienne d'inspection des aliments, Environnement et Changement climatique Canada et Transports Canada. La classification des risques et les exigences réglementaires connexes mentionnées dans la présente Fiche technique santé-sécurité : agents pathogènes, telles que celles qui figurent dans la norme canadienne de biosécurité, peuvent être incomplètes et sont spécifiques au contexte canadien. D'autres juridictions auront leurs propres exigences.

Tous droits réservés © Agence de la santé publique du Canada, 2024, Canada

Références

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Note de bas de page 18

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Note de bas de page 19

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Note de bas de page 20

Krankowska, D. C., P. A. Woźniak, A. Cybula, J. Izdebska, M. Suchacz, K. Samelska, A. Wiercińska-Drapało, et J. P. Szaflik. 2021. Cowpox: How dangerous could it be for humans? Case report. International Journal of Infectious Diseases 104:239-241.

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Note de bas de page 21

Costa, T., M. F. Stidworthy, R. Ehmann, D. Denk, I. Ashpole, G. Drake, I. Maciuca, G. Zoeller, H. Meyer, et J. Chantrey. 2023. Cowpox in zoo and wild animals in the United Kingdom. J Comp Pathol 204:39-46.

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Note de bas de page 22

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Note de bas de page 23

Jungwirth, N., C. Puff, K. Köster, R. Mischke, H. Meyer, A. Stark, B. Thoma, G. Zöller, F. Seehusen, M. Hewicker-Trautwein, A. Beineke, W. Baumgärtner, et P. Wohlsein. 2018. Atypical Cowpox Virus Infection in a Series of Cats. J Comp Pathol 158:71-76.

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Note de bas de page 24

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Note de bas de page 25

Prkno, A., D. Hoffmann, D. Goerigk, M. Kaiser, A. C. F. van Maanen, K. Jeske, M. Jenckel, F. Pfaff, T. W. Vahlenkamp, M. Beer, R. G. Ulrich, A. Starke, et M. Pfeffer. 2017. Epidemiological Investigations of Four Cowpox Virus Outbreaks in Alpaca Herds, Germany. Viruses. 9:344. doi: 10.3390/v9110344. eCollection 2017 Nov.

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Note de bas de page 26

Cardeti, G., C. E. M. Gruber, C. Eleni, F. Carletti, C. Castilletti, G. Manna, F. Rosone, E. Giombini, M. Selleri, D. Lapa, V. Puro, A. Di Caro, R. Lorenzetti, M. T. Scicluna, G. Grifoni, A. Rizzoli, V. Tagliapietra, L. De Marco, M. R. Capobianchi, et G. L. Autorino. 2017. Fatal Outbreak in Tonkean Macaques Caused by Possibly Novel Orthopoxvirus, Italy. Emerg. Infect. Dis. 23:1941-1949.

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Note de bas de page 27

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Note de bas de page 28

Matz-Rensing, K., H. Ellerbrok, B. Ehlers, G. Pauli, A. Floto, M. Alex, C. P. Czerny, et F. J. Kaup. 2006. Fatal poxvirus outbreak in a colony of New World monkeys. Vet. Pathol. 43:212-218.

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Note de bas de page 29

Kurth, A., M. Straube, A. Kuczka, A. J. Dunsche, H. Meyer, et A. Nitsche. 2009. Cowpox virus outbreak in banded mongooses (Mungos mungo) and jaguarundis (Herpailurus yagouaroundi) with a time-delayed infection to humans. PLoS One. 4:e6883.

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Note de bas de page 30

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Note de bas de page 31

Kurth, A., G. Wibbelt, H. P. Gerber, A. Petschaelis, G. Pauli, et A. Nitsche. 2008. Rat-to-elephant-to-human transmission of cowpox virus. Emerg. Infect. Dis. 14:670-671.

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Note de bas de page 32

Chantrey, J., H. Meyer, D. Baxby, M. Begon, K. J. Bown, S. M. Hazel, T. Jones, W. I. Montgomery, et M. Bennett. 1999. Cowpox: reservoir hosts and geographic range. Epidemiol. Infect. 122:455-460.

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Note de bas de page 33

Antwerpen, M. H., E. Georgi, A. Nikolic, G. Zoeller, P. Wohlsein, W. Baumgärtner, C. Peyrefitte, R. Charrel, et H. Meyer. 2019. Use of Next Generation Sequencing to study two cowpox virus outbreaks. PeerJ 7:e6561.

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Note de bas de page 34

Chomel, B. B. 2014. Emerging and Re-Emerging Zoonoses of Dogs and Cats. Animals (Basel). 4:434-445.

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Note de bas de page 35

Stagegaard, J., A. Kurth, D. Stern, P. W. Dabrowski, A. Pocknell, A. Nitsche, et L. Schrick. 2017. Seasonal recurrence of cowpox virus outbreaks in captive cheetahs (Acinonyx jubatus). PLoS One. 12:e0187089.

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Note de bas de page 36

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Note de bas de page 37

Elsendoorn, A., G. Agius, G. Le Moal, F. Aajaji, A. L. Favier, E. Wierzbicka-Hainault, G. Béraud, O. Flusin, J. M. Crance, et F. Roblot. 2011. Severe ear chondritis due to cowpox virus transmitted by a pet rat. J Infect 63:391-3.

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Note de bas de page 38

Huemer, H. P., C. Lassnig, N. Nowotny, E. U. Irschick, M. Kitchen, et M. Pavlic. 2010. Diazepam leads to enhanced severity of orthopoxvirus infection and immune suppression. Vaccine. 28:6152-6158.

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Note de bas de page 39

Pelkonen, P. M., K. Tarvainen, A. Hynninen, E. R. Kallio, K. Henttonen, A. Palva, A. Vaheri, et O. Vapalahti. 2003. Cowpox with severe generalized eruption, Finland. Emerg Infect Dis 9:1458-61.

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Note de bas de page 40

von Bomhard, W., E. A. Mauldin, W. Breuer, S. Pfleghaar, et A. Nitsche. 2011. Localized cowpox infection in a 5-month-old Rottweiler. Vet. Dermatol. 22:111-114.

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Note de bas de page 41

Franke, A., F. Pfaff, M. Jenckel, B. Hoffmann, D. Hoper, M. Antwerpen, H. Meyer, M. Beer, et D. Hoffmann. 2017. Classification of Cowpox Viruses into Several Distinct Clades and Identification of a Novel Lineage. Viruses. 9:10.3390/v9060142.

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Note de bas de page 42

Vorou, R. M., V. G. Papavassiliou, et I. N. Pierroutsakos. 2008. Cowpox virus infection: an emerging health threat. Curr Opin Infect Dis 21:153-6.

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Note de bas de page 43

Kalthoff, D., P. König, H. Meyer, M. Beer, et B. Hoffmann. 2011. Experimental cowpox virus infection in rats. Vet Microbiol 153:382-6.

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Note de bas de page 44

Franke, A., R. G. Ulrich, S. Weber, N. Osterrieder, M. Keller, D. Hoffmann, et M. Beer. 2017. Experimental Cowpox Virus (CPXV) Infections of Bank Voles: Exceptional Clinical Resistance and Variable Reservoir Competence. Viruses 9.

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Note de bas de page 45

Johnson, R. F., S. Yellayi, J. A. Cann, A. Johnson, A. L. Smith, J. Paragas, P. B. Jahrling, et J. E. Blaney. 2011. Cowpox virus infection of cynomolgus macaques as a model of hemorrhagic smallpox. Virology 418:102-12.

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Note de bas de page 46

Ferrier, A., G. Frenois-Veyrat, E. Schvoerer, S. Henard, F. Jarjaval, I. Drouet, H. Timera, L. Boutin, E. Mosca, C. Peyrefitte, et O. Ferraris. 2021. Fatal Cowpox Virus Infection in Human Fetus, France, 2017. Emerg Infect Dis 27:2570-2577.

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Note de bas de page 47

Vogel, S., M. Sardy, K. Glos, H. C. Korting, T. Ruzicka, et A. Wollenberg. 2012. The Munich outbreak of cutaneous cowpox infection: transmission by infected pet rats. Acta Derm. Venereol. 92:126-131.

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Note de bas de page 48

Schwarzer, H., A. Kurth, M. Hermel, et N. Plange. 2013. Severe ulcerative keratitis in ocular cowpox infection. Graef Arch Clin Exp 251:1451-1452.

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Note de bas de page 49

Andreani, J., J. P. Arnault, J. Y. Bou Khalil, J. Abrahão, E. Tomei, E. Vial, M. Le Bideau, D. Raoult, et B. La Scola. 2019. Atypical Cowpox Virus Infection in Smallpox-Vaccinated Patient, France. Emerg Infect Dis 25:212-219.

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Note de bas de page 50

Andrei, G., et R. Snoeck. 2010. Cidofovir Activity against Poxvirus Infections. Viruses. 2:2803-2830.

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Note de bas de page 51

Quenelle, D. C., et E. R. Kern. 2010. Treatment of Vaccinia and Cowpox Virus Infections in Mice with CMX001 and ST-246. Viruses. 2:2681-2695.

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Note de bas de page 52

Chittick, G., M. Morrison, T. Brundage, et W. G. Nichols. 2017. Short-term clinical safety profile of brincidofovir: A favorable benefit-risk proposition in the treatment of smallpox. Antiviral Res. 143:269-277.

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Note de bas de page 53

Jordan, R., J. M. Leeds, S. Tyavanagimatt, et D. E. Hruby. 2010. Development of ST-246®for Treatment of Poxvirus Infections. Viruses. 2:2409-2435.

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Note de bas de page 54

Smee, D. F. 2013. Orthopoxvirus inhibitors that are active in animal models: an update from 2008 to 2012. Future Virol. 8:891-901.

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Note de bas de page 55

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Note de bas de page 56

Dsouza, L., A. Pant, S. Offei, L. Priyamvada, B. Pope, P. S. Satheshkumar, Z. Wang, et Z. Yang. 2023. Antiviral activities of two nucleos(t)ide analogs against vaccinia, mpox, and cowpox viruses in primary human fibroblasts. Antiviral Res 216:105651.

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Note de bas de page 57

Sauerbrei, A., C. Meier, A. Meerbach, M. Schiel, B. Helbig, et P. Wutzler. 2005. In vitro activity of cycloSal-nucleoside monophosphates and polyhydroxycarboxylates against orthopoxviruses. Antiviral Res 67:147-154.

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Note de bas de page 58

Smee, D. F., R. W. Sidwell, D. Kefauver, M. Bray, et J. W. Huggins. 2002. Characterization of wild-type and cidofovir-resistant strains of camelpox, cowpox, monkeypox, and vaccinia viruses. Antimicrob. Agents Chemother. 46:1329-1335.

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Note de bas de page 59

Mahnel, H. 1987. Experimentelle Ergebnisse über die Stabilität von Pockenviren unter Labor‐ und Umweltbedingungen. J Vet Med. 34:449.

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Note de bas de page 60

Möstl, K., D. Addie, S. Belák, C. Boucraut-Baralon, H. Egberink, T. Frymus, T. Gruffydd-Jones, K. Hartmann, M. J. Hosie, A. Lloret, H. Lutz, F. Marsilio, M. G. Pennisi, A. D. Radford, E. Thiry, U. Truyen, et M. C. Horzinek. 2013. Cowpox Virus Infection in Cats:ABCD guidelines on prevention and management. J Feline Med Surg 15:557-559.

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Note de bas de page 61

Ferrier, A., D. Garin, et J. M. Crance. 2004. Rapid inactivation of vaccinia virus in suspension and dried on surfaces. J. Hosp. Infect. 57:73-79.

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Note de bas de page 62

de Oliveira, T. M., I. S. Rehfeld, M. I. Coelho Guedes, J. M. Ferreira, E. G. Kroon, et Z. I. Lobato. 2011. Susceptibility of Vaccinia virus to chemical disinfectants. Am J Trop Med Hyg 85:152-7.

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Note de bas de page 64

Sauerbrei, A., et P. Wutzler. 2009. Testing thermal resistance of viruses. Arch. Virol. 154:115-119.

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Note de bas de page 65

Vinner, L., et A. Fomsgaard. 2007. Inactivation of orthopoxvirus for diagnostic PCR analysis. J Virol Methods 146:401-404.

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Note de bas de page 66

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Mahl, M. C., et C. Sadler. 1975. Virus survival on inanimate surfaces. Can. J. Microbiol. 21:819-823.

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Note de bas de page 68

Essbauer, S., H. Meyer, M. Porsch-Ozcurumez, et M. Pfeffer. 2007. Long-lasting stability of vaccinia virus (orthopoxvirus) in food and environmental samples. Zoonoses Public. Health. 54:118-124.

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Note de bas de page 69

Castro, R., et B. Casanas. 2017. Orthopoxviruses and human disease, p. 689. P. Shapshak, A. J. Levine, B. T. Foley, C. Somboonwit, E. Singer, F. Chiappelli, and J. T. Sinott (eds.), Global Virology II - HIV and neuroAIDS. Springer, New York.

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Note de bas de page 70

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Note de bas de page 71

Agence de la santé publique du Canada. Guide canadien d'immunisation {Internet}. Gouvernement du Canada; 2024-01-26 Disponible à https://www.canada.ca/en/public-health/services/canadian-immunization-guide.html

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Note de bas de page 72

Centers for Disease Control and Prevention (ed.), 2009. Biosafety in Microbiological and Biomedical Laboratories. Disponible à http://www.cdc.gov/biosafety/publications/bmbl5/

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Note de bas de page 73

Marennnikova, S. S., O. A. Zhukova, G. M. Manenkova, et N. N. Ianova. 1988. {Laboratory-confirmed case of human infection with ratpox (cowpox)}. Zh Mikrobiol Epidemiol Immunobiol:30-2.

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Note de bas de page 74

McCollum, A. M., C. Austin, J. Nawrocki, J. Howland, J. Pryde, A. Vaid, D. Holmes, M. R. Weil, Y. Li, K. Wilkins, H. Zhao, S. K. Smith, K. Karem, M. G. Reynolds, et I. K. Damon. 2012. Investigation of the first laboratory-acquired human cowpox virus infection in the United States. J. Infect. Dis. 206:63-68.

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Note de bas de page 75

Savaser, D. J., V. M. Tolia, et P. J. Witucki. 2013. Cowpox: what do a dairymaid and a lab technician have in common? J. Emerg. Med. 44:189-190.

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Note de bas de page 76

Agence de la santé publique du Canada. 2018. Loi sur les agents pathogènes humains et les toxines (LAPHT) (L.C. 2009, ch. 24).

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Note de bas de page 77

Gouvernement du Canada. 2023. ePATHogene – la base de données sur les groupes de risque.

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