Méthode d’essai biologique : essai sur la fécondation chez les échinides ou oursins globuleux et oursins plats, chapitre 5


3.1 Installations et appareils

Les essais doivent être réalisés dans des installations situées à l’écart des activités normales du laboratoire. Si on ne dispose pas d’une pièce isolée, on devrait empêcher la poussière et les émanations de pénétrer dans la zone d’essai.

Les matériaux de construction et toute pièce d’équipement qui risquet d’entrer en contact avec les solutions d’essai ou avec l’eau témoin/de dilution ne devraient contenir aucune substance susceptible de passer dans les solutions ou d’accroître la sorption de la substance ou de la matière d’essai (v. 2.3.2). Le laboratoire doit être doté des instruments nécessaires à la mesure des variables fondamentales de la qualité de l’eau (température, salinité/conductivité, OD et pH) et doit être prêt à analyser rapidement et précisément d’autres variables, comme la teneur en ammoniac.

La température de toutes les solutions d’essai ne devrait pas s’écarter de plus de 1 °C de la température souhaitée. Pour maintenir cette température, on peut utiliser divers appareils, comme un bain d’eau à température contrôlée dans lequel on immerge les récipients d’essai.

3.2 Éclairage

L’éclairage normal du laboratoire suffit pour les essais.

3.3 Récipients d’essai

Au départ, on peut choisir d’utiliser 10 mL, 5 mL ou 2 mL de solution d’essai; il faut donc prévoir des récipients dont la capacité correspond au volume choisi. Ces volumes sont représentatifs de la gamme généralement utilisée dans les méthodes publiées (annexe D). Un volume de 10 mL de solution est considéré comme caractéristique, les plus petits volumes étant réservés à des usages spéciaux (v. introduction de la section 4).

Il faut utiliser comme récipients d’essai des flacons ou des éprouvettes en verre borosilicaté. On recommande de se servir de récipients d’une capacité de 20 mL pour les solutions d’essai de 10 mL, ce qui correspond d’ailleurs à la pratique courante (annexe D, tableau 8). Pour les plus petits volumes de solution, on recommande d’utiliser des récipients dont la capacité correspond environ au double du volume de solution utilisé, par exemple des récipients de 5 mL pour 2 mL de solution. On peut toutefois utiliser de plus grands flacons si on le désire; ainsi, on place parfois 2 mL de solution dans des flacons d’une capacité allant jusqu’à 13 mL (annexe D). Il est préférable qu’un laboratoire utilise systématiquement des récipients de volume uniformeNote de bas de page 12.

Les récipients d’essai devraient être munis d’un bouchon ou de toute autre sorte de dispositif de fermeture afin de prévenir les risques de contamination des solutions par l’air ambiant et la perte de composés volatils. On pourrait se servir d’une pellicule plastique pour couvrir tous les récipients d’essai. Ces derniers devraient être à usage unique, neufs et n’avoir jamais été lavés. Il est également possible de réutiliser des éprouvettes à condition de les laver et de les rincer à fond avant usage; cette méthode n’est toutefois pas recommandée, car il semble qu’elle donne lieu à une toxicité mesurableNote de bas de page 13.

Les laboratoires ont beaucoup de latitude quant au choix du type et de la forme des récipients d’essai. Toutefois, pour un essai donné, on doit se servir de récipients de type, de taille et de forme identiques pour chaque traitement. On ne doit pas utiliser de récipients en plastique, car il a été démontré qu’ils avaient des effets néfastes sur le succès de la fécondation (Dinnel et coll., 1987). Les récipients utilisés dans les méthodes mentionnées à l’annexe D sont pour la plupart à usage unique, munis de bouchons et en verre borosilicaté (p. ex., en PyrexMC). On les appelle flacons à scintillation, éprouvettes de culture, éprouvettes d’essai ou simplement éprouvettes ou flacons; ces types de récipients semblent appropriés dans la mesure où leur capacité convient aux essais.

3.4 Eau témoin/de dilution

Selon la substance ou la matière d’essai utilisée et les objectifs de l’essai (sections 5 à 8), on peut se servir d’eau de mer naturelle non contaminée, d’eau de mer reconstituée (artificielle) ou d’un échantillon d’eau réceptrice prélevé en amont de la source de contamination comme eau témoin/de dilution. On peut porter l’eau de mer artificielle à la salinité voulue par ajout, à l’eau désionisée, d’une quantité appropriée de sels de mer secs du commerce (p. ex., Instant OceanMC, Red Sea SaltMC), de sels de qualité réactif (p. ex., GP2 modifié; v. Bidwell et Spotte, 1985, ou le tableau 2 dans USEPA, 1994 ou 1995) ou de SHS naturelle ou artificielle (conformément aux indications fournies en 2.3.4 dans EC, 2001). Si la salinité de l’eau de mer naturelle non contaminée utilisée pour l’essai est trop faible ou trop élevée (c.-à-d. <28 g/kg ou >32 g/kg), on peut la mélanger avec une quantité appropriée de sels de mer secs, de sels de qualité réactif ou de SHS naturelle ou artificielle, ou encore avec un volume suffisant d’eau désionisée pour ajuster la salinité à l’intérieur de la plage prévue pour l’essai. Si l’eau de mer naturelle ou artificielle devant servir d’eau de dilution doit être entreposée pendant plus d’une journée, on devrait la réfrigérer (à 4 ± 2 °C) pour réduire au minimum la prolifération microbienne (EC, 2001). Si on utilise de l’eau réceptrice, les conditions de prélèvement, de transport et d’entreposage devraient être conformes aux indications fournies en 6.1. L’eau témoin/de dilution utilisée pour un essai donné doit provenir de la même source (s’il s’agit d’eau de mer naturelle) ou du même lot (s’il s’agit d’eau de mer reconstituée); on ne devrait pas utiliser l’eau de mer artificielle plus de 14 jours après sa préparation (EC, 2001). Toutes les eaux marines, y compris les réserves d’eau de mer naturelle du laboratoire, utilisées comme eau témoin/de dilution devraient être passées à travers un filtre à pores de ~60 µm (USEPA, 1994).

La salinité de l’eau témoin/de dilution devrait être de 30 g/kg et ne doit pas être inférieure à 28 g/kg ni supérieure à 32 g/kg. On devrait augmenter la salinité par ajout de SHS vieillie dont la salinité est de 90 ± 1 g/kg (v. 2.3.4) ou la réduire par ajout d’eau désionisée, d’eau distillée ou d’eau douce non contaminéeNote de bas de page 14.

Le pH de l’eau témoin/de dilution doit se situer entre 7,5 et 8,5 (normalement, 8,0 ± 0,2). Ces valeurs sont généralement recommandées en raison du pouvoir tampon naturel de l’eau de mer. Au besoin, on devrait utiliser un acide ou une base (v. 4.3.4) pour obtenir ces valeurs.

On doit amener l’eau témoin/de dilution à la température de l’essai avant de l’utiliser. Elle ne devrait pas être sursaturée en gaz (v. 2.3.4) et doit avoir une teneur en OD de 90-100 % de la valeur de saturation en air. Au besoin, l’aérer vigoureusement à l’aide d’un jet d’air comprimé exempt d’huile passant à travers des pierres de barbotage.

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